en POLSKI
eISSN: 2084-9834
ISSN: 0034-6233
Reumatologia/Rheumatology
Current issue Archive Manuscripts accepted About the journal Supplements Editorial board Reviewers Abstracting and indexing Subscription Contact Instructions for authors Ethical standards and procedures
SCImago Journal & Country Rank


 
6/2013
vol. 51
 
Share:
Share:
more
 
 
Review paper

Selected aspects of the epidemiology and microbiological diagnosis of tuberculosis

Zofia Zwolska
,
Ewa Augustynowicz-Kopeć

Reumatologia 2013; 51, 6: 445–451
Online publish date: 2013/12/24
Article file
- Wybrane zagadnienia.pdf  [0.13 MB]
Get citation
ENW
EndNote
BIB
JabRef, Mendeley
RIS
Papers, Reference Manager, RefWorks, Zotero
AMA
APA
Chicago
Harvard
MLA
Vancouver
 
 

Wstęp

Prątki gruźlicy należą do grupy bakterii najstarszych na Ziemi i wszechobecnych w otoczeniu człowieka. Współcześnie prowadzone badania wykrywania materiału genetycznego bakterii zdeponowanych tysiące lat temu w różnych niszach ekologicznych przyniosły wiele informacji obrazujących zmiany ewolucyjne licznych patogenów na przestrzeni wieków, w tym również Mycobacterium. Prowadzone obecnie badania paleobiologów potwierdziły istnienie w szczątkach archeologicznych ludzi i zwierząt materiału genetycznego Mycobacterium. W antycznym DNA (ancien DNA – aDNA) wykryto dwie struktury chemiczne typowe dla prątków gruźlicy: sekwencję inercyjną IS6110 i specyficzne dla ściany komórkowej prątka kwasy mykolowe [1]. Dzięki badaniom aDNA potwierdzono rozpoznania gruźlicy ustalone przez lekarzy w starożytnym Egipcie i Rzymie.

Problem chorób wywołanych przez prątki gruźlicy u ludzi jest stale aktualny. Wynika to z nadal ogromnego rozprzestrzeniania się gruźlicy jako choroby społeczeństw i zwiększania się częstości jej występowania w wielu regionach świata. Definicja rozpoznania gruźlicy wg Światowej Organizacji Zdrowia (World Health Organization – WHO) zakłada konieczność mikrobiologicznego potwierdzenia choroby, tj. wyizolowania czynnika sprawczego – bakterii należących do Mycobacterium tuberculosis complex, określenia gatunku i wykonania testu lekowrażliwości.

Niektóre dane epidemiologiczne i współczesne zagrożenia

Obecną sytuację epidemiologiczną gruźlicy na świecie charakteryzują następujące wskaźniki: w 2011 r. na gruźlicę zachorowało 8,7 mln osób, w tym 3,9 mln (ponad 60%) obficie prątkowało, a w 2010 r. 1,4 mln chorych zmarło. Sy­tua­­cja epidemiologiczna gruźlicy na świecie jest zróżnicowana, jednak większość nowych zachorowań i zgonów przypada na kraje Trzeciego Świata, a wśród nich najwięcej przypadków notuje się u mieszkańców południowo-wschodniej Azji (2,9 mln), państw zachodniego Pacyfiku (2 mln) i Afryki (1,5 mln). W Ameryce Północnej i Europie rocznie choruje ok. 400 tys. ludzi. W Europie obserwuje się znaczne zróżnicowanie w zakresie wskaźników zapadalności w zależności od regionu. Najniższą zapadalność odnotowano w krajach Europy Zachodniej, najwyższą w regionie wschodnim, przy czym najwięcej zachorowań stale odnotowuje się w Rosji [2–4].

W Polsce w ciągu ostatnich 50 lat zapadalność na gruźlicę zmniejszyła się 10-krotnie. W 1957 r. zarejestrowano 82 tys. zachorowań, a w 2010 r. było ich już tylko 7509.

Obecnie Polska ze wskaźnikiem zapadalności na gruźlicę wynoszącym w 2011 r. 22,2/100 tys. należy do krajów o średniej zapadalności. Sytuacja epidemiologiczna jest regionalnie zróżnicowana – od 37/100 tys. w województwie lubelskim do 12,8/100 tys. w województwie wielkopolskim. Zapadalność na gruźlicę w Polsce wzrasta z wiekiem i blisko połowa chorych ma obecnie 45–64 lata [4]. Przewaga zachorowań wśród mężczyzn z porównaniu z zachorowaniami wśród kobiet w grupie wiekowej 50–59 lat jest prawie 4-krotna, a w całej populacji ponad 2-krotna (31,0 vs 14,0/100 tys. w 2011 r.) [2]. Gruźlica u dzieci stanowi niewielki odsetek ogółu zachorowań [5].

Gruźlicę pozapłucną wykrywa się u ok. 10% chorych, zmiany najczęściej dotyczą opłucnej i kolejno: węzłów chłonnych, układu moczowo-płciowego, kości i stawów. W ostatnich latach z powodu gruźlicy umarło w Polsce od 575 do 739 osób, co daje wskaźnik umieralności 1,5/100 tys. (w 2011 r.) [5, 6].

Diagnozowanie gruźlicy na podstawie bakteryjnego czynnika etiologicznego odkrytego przez Roberta Kocha w 1882 r. ma już ponad 100-letnią historię [7, 8]. Nowoczesna terapia rozpoczęła się jednak dopiero po II wojnie światowej wraz z odkryciem i wprowadzeniem do leczenia leków przeciwprątkowych. Niestety, stosowanie leków (głównie nieprawidłowo) wyzwoliło niekorzystne zjawisko, znane również z historii leczenia innych chorób zakaźnych, tj. pojawienie się lekoopornych prątków gruźlicy. Wpłynęło to negatywnie na sytuację epidemiologiczną gruźlicy na świecie i przekreśliło szansę na jej szybkie zwalczenie. Nagły wzrost zachorowań spowodowanych prątkami gruźlicy typu MDR (multidrug resistant) dostrzeżono w wielu zamkniętych środowiskach, tj. w szpitalach, więzieniach, wśród bezdomnych [9].

Poznanie genomu prątków gruźlicy umożliwiło rozróżnianie „rodzin molekularnych” poszczególnych szczepów i śledzenie dróg ich transmisji. Wśród nich jednym z najważniejszych i najbardziej niebezpiecznych dla ludzi jest M. tuberculosis Beijing. Po raz pierwszy szczepy należące do tej rodziny zidentyfikowano w prowincji Beijing w Chinach i początkowo wiązano je ściśle ze zjawiskiem lekooporności, w tym przede wszystkim z opornością typu MDR [10]. Obecnie wiadomo, że prątki o tym wzorze molekularnym mogą reprezentować zarówno szczepy lekooporne, jak i szczepy wrażliwe. Zasięg występowania prąt­ków należących do rodziny Beijing obejmuje wszystkie kontynenty i kraje na świecie, w tym również Polskę. Szczepy te charakteryzuje wysoka patogenność, szybka zdolność do nabywania lekooporności, zdolność do transmisji oraz nieprzewidywalna odpowiedź na leczenie.

Gruźlica oporna na leki, a szczególnie jej odmiany MDR--Tb i XDR-Tb (extensive drug resistant), stanowi poważny problem zagrażający zdrowiu ludzi i realizacji programów walki z gruźlicą (tab. I). Gruźlica o oporności MDR i XDR jest chorobą w wysokim stopniu śmiertelną, ze wskaźnikiem umieralności 90% [11–13]. Ponadto od 50 lat nie odkryto żadnego nowego leku przydatnego w gruźlicy. Informacje o wzorach oporności szczepów Mycobacterium tuberculosis izolowanych od chorych stanowią istotny element nadzoru nad gruźlicą. Badanie i analiza częstości gruźlicy lekoopor-nej są pomocne w wykrywaniu i monitorowaniu rozprzestrzeniania się szczepów MDR i XDR i obrazują skuteczność nadzoru nad gruźlicą w danym kraju (tab. I).

Transmisja prątków gruźlicy i szerzenie się choroby

Gruźlica jest chorobą przenoszoną głównie drogą kropelkową, co determinuje łatwość jej rozprzestrzeniania się. Wieloletnie badania nad transmisją gruźlicy w otoczeniu chorego wykazują, że ryzyko zakażenia osoby pozostającej w bliskim kontakcie jest bardzo wysokie. Ryzyko transmisji gruźlicy pomiędzy ludźmi zależy od stopnia zakaźności źródła infekcji, czasu trwania ekspozycji, bliskości kontaktu i czynników środowiskowych. Autorzy wielu prac donoszą o transmisji gruźlicy w szpitalach, więzieniach, dużych skupiskach ludzi, wśród bezdomnych [9]. Badania populacyjne opisują przypadki chorych zakażonych tymi samymi szczepami Mycobacterium tuberculosis, co przemawia za ich bieżącą transmisją.

Zastosowanie metod molekularnych w badaniach nad gruźlicą pozwoliło lepiej rozumieć dynamikę transmisji gruźlicy. Molekularne metody wspólnie z klasyczną epidemiologią stały się niezwykle użyteczne w nadzorze nad gruźlicą. Tak więc prawie wszystkie przypadki zachorowań są wynikiem powietrznej transmisji prątków gruźlicy, które z łatwością przenoszą się z osoby chorej na inne, podatne na zachorowanie [14, 15].

Źródłem i materiałem zakaźnym jest najczęściej plwocina chorego. Niezdiagnozowani chorzy przebywający w szpitalu, u których nawet nie podejrzewa się gruźlicy, stanowią szczególne niebezpieczeństwo dla innych pacjentów oraz dla personelu. Dane amerykańskie podają, że konwersja skórnego testu tuberkulinowego u pracowników medycznych, na skutek przebywania na oddziałach chorych z nierozpoznaną gruźlicą, waha się od 14% do 36% [16]. Badania prowadzone w 1992 r. przez Centrum Zwalczania i Zapobiegania Chorobom (Centers for Disease Control and Prevention – CDC) wykazały, że roczne ryzyko zakażenia u pracowników, mierzone konwersją odczynu tuberkulinowego, było 2-krotnie wyższe w szpitalach, do których przyjmowano 6 lub więcej chorych na gruźlicę (1,2% vs 0,6%) [17].

Należy ponadto pamiętać, że zakaźne mogą być również wydzieliny ran i przetok powstające niekiedy w przebiegu gruźlicy kostno-stawowej, zmiany w przebiegu gruźlicy skóry, mocz chorych na gruźlicę układu moczowo--płciowego itp. Zdrowy personel może się zakażać od chorych z różnymi formami gruźlicy pozapłucnej [18–21].

Chory, który prątkuje, może zakażać znajdujące się w otoczeniu zwierzęta i odwrotnie – chore zwierzęta (bydło domowe, trzoda chlewna, zwierzęta domowe oraz żyjące dziko i w ogrodach zoologicznych liczne gatunki dzikich zwierząt) mogą stanowić źródło zakażenia dla człowieka.

Mleko i jego przetwory pochodzące od krów chorych na gruźlicę mogą być dla wielu osób, szczególnie dzieci, źródłem infekcji [22–24]. Według danych epidemiologicznych jeden prątkujący chory zakaża rocznie 10–15 osób. W szczególnych sytuacjach jeden prątkujący człowiek może zakazić nawet kilkaset osób z otoczenia. Przerwanie łańcucha transmisji musi się odbywać dwukierunkowo – należy szybko diagnozować chorych prątkujących i poprzez rozpoczęcie u nich leczenia zapobiegać powstawaniu nowych infekcji. Wykrywanie chorych zakaźnych dla otoczenia jest procesem trudnym i odbywa się głównie w sposób pasywny, tj. u ludzi, którzy z objawami chorobowymi zgłaszają się do lekarza. Według Centralnego Rejestru Gruźlicy w Polsce w 2010 r. wykryto gruźlicę na podstawie objawów u 88,7% chorych, na podstawie badania kontaktów u 1,5%, w badaniach profilaktycznych u 3,5% i w innych badaniach u 6,5% osób [6].

Prątki jako przyczyna zakażeń szpitalnych

Gruźlica jako zakażenie szpitalne dotyczy zarówno chorych, jak i personelu szpitalnego, i może być transmitowana pomiędzy tymi grupami. Nierozpoznani chorzy prątkujący stanowią zagrożenie dla innych chorych oraz przebywającego z nimi w tych samych pomieszczeniach personelu medycznego. Ryzyko zakażenia gruźlicą zależy prawie wyłącznie od stężenia cząstek infekcyjnych w powietrzu. Wcześnie rozpoznany i poddany leczeniu pacjent przestaje być źródłem zakażenia. Ryzyko zakażenia prątkiem gruźlicy jest także związane z zakażonymi M. tuberculosis narzędziami i aparaturą medyczną.

W przypadku gruźlicy i mykobakterioz (wywoływanych przez prątki inne niż gruźlicze; Mycobacteria other than tuberculosis – MOTT) dochodzenie epidemiologiczne jest procesem bardzo trudnym i długotrwałym. Wykrycie źródła zakażenia wymaga sprawdzenia wszystkich etapów diagnostyki, stosowanych odczynników, wody wodociągowej oraz narzędzi diagnostycznych. Stosowanie właściwych środków dezynfekcyjnych o odpowiednim zakresie działania oraz właściwie prowadzona dezynfekcja mogą zapobiec zakażeniom szpitalnym wywołanym przez prątki.

Do dekontaminacji narzędzi coraz powszechniej stosuje się automatyczne myjnie-dezynfektory, lecz ich użytkowanie nie eliminuje ryzyka zakażenia szpitalnego pacjenta, gdyż konieczna jest stała kontrola pracy urządzenia, jakości wody używanej do płukania endoskopu, a także regularna dezynfekcja myjni [25, 26].

Mikrobiologiczne metody diagnozowania gruźlicy

Stwierdzenie prątków gruźlicy w materiale pobranym od chorego jest najbardziej obiektywnym dowodem istniejącego procesu chorobowego. Ponadto mikrobiologiczne metody służą do ustalenia optymalnej terapii zgodnej z antybiogramem, monitorują leczenie i potwierdzają wyleczenie chorego. Metody mikrobiologiczne odgrywają bardzo ważną rolę w nadzorze nad rozprzestrzenianiem się choroby. Wykazanie obecności prątków w barwionych rozmazach plwociny identyfikuje chorych obficie prątkujących, odpowiedzialnych za transmisję zakażenia, u których należy jak najszybciej rozpocząć leczenie przeciwgruźlicze, aby zmniejszyć ich zakaźność [3, 17].

Mikrobiologiczne laboratoria prątka gruźlicy. Według zaleceń WHO wszystkie laboratoria prątka na świecie posiadają strukturę 3-stopniową, najniższą stanowią laboratoria I rzędu, których głównym zadaniem jest przygotowywanie rozmazów, ich barwienie na obecność prątków kwasoopornych (acid-fast bacilli – AFB) oraz przesyłanie materiałów wraz z dokumentacją do laboratoriów wyższego rzędu.

Do zadań laboratoriów II rzędu należy wykonywanie badań bakterioskopowych, izolowanie i identyfikowanie szczepów należących do M. tuberculosis complex, wykonywanie testów lekowrażliwości dla czterech głównych leków przeciwprątkowych: INH – izoniazyd, RMP – rifampicyna, SM – streptomycyna, EMB – etambutol. Najwyższy poziom reprezentują laboratoria III rzędu, do których zadań należy wykonywanie badań zarówno podstawowych, jak i molekularnych. Nadrzędną funkcję nad siecią laboratoriów pełni Krajowe Referencyjne Laboratorium Prątka, które współpracuje z WHO. Istnienie krajowego laboratorium referencyjnego i jego praca w strukturach służb laboratoryjnych jest uważane przez ekspertów WHO za bardzo ważny element narodowych programów walki z gruźlicą [3, 10].

Materiały do diagnozowania gruźlicy układu oddechowego. W przypadku podejrzenia gruźlicy układu oddechowego do diagnostyki mikrobiologicznej pobiera się plwocinę, wydzielinę lub popłuczyny oskrzelowe, popłuczyny oskrzelowo-pęcherzykowe (bronchoalveolar lavage – BAL), wymazy krtaniowe – w przypadku chorych bez kontaktu (nigdy wymazy z gardła), płyn z opłucnej, wycinki tkanek, popłuczyny żołądkowe pobrane od chorych mających ten­dencję do połykania plwociny, przeważnie dzieci i kobiet [27, 28].

Chory powinien odkrztusić plwocinę w ilości 3–5 ml pod nadzorem personelu medycznego, a jeżeli jest to niemożliwe, powinien być dokładnie poinstruowany, w jaki sposób wykonać to w domu. Ślina jest w diagnostyce gruźlicy materiałem nieprzydatnym. Badanie cytologiczne plwociny pozwala ocenić, czy pochodzi ona z dolnych dróg oddechowych i może sugerować istniejący tam stan zapalny. W przypadku bakteryjnego stanu zapalnego plwocina wykrztuszona z dolnych dróg oddechowych wy­kazuje w swoim składzie komórkowym przewagę neutrofilów. Taki materiał jest odpowiedni jakościowo do badań bakteriologicznych. Przewaga komórek nabłonkowych w plwocinie świadczy o dużej domieszce śliny, w której zawsze znajdują się bakterie z górnych dróg oddechowych, co może powodować kontaminację założonej hodowli.

W badaniach własnych cytologicznych, z materiałów przysłanych do diagnostyki gruźlicy do Zakładu Mikrobiolo­gii IGiCHP i opisanych na skierowaniu jako „plwocina”, stwierdzono, że 75% plwocin, które uległy kontaminacji, zawierało dużą liczbę komórek nabłonkowych, natomiast 80% plwocin, z których otrzymano hodowlę M. tuberculosis, i 77% o dodatnich wynikach bakterioskopii pochodziła z próbek zawierających dużą liczbę neutrofilów [29, 30].

Płyn z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (broncho-alveolar lavage fluid – BALF) i wydzielinę oskrzelową pobiera się w szpitalu podczas bronchoskopii. Zwykle materiał uzyskuje się w stosunkowo małych objętościach. Płyn z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego stanowi bardzo dobry materiał diagnostyczny, wymaga jednak szybkiego przekazania do laboratorium i w jak największej objętości. W laboratorium BALF jest poddawany zagęszczeniu, a uzyskany osad jest posiewany na pożywki hodowlane. Zabieg bronchoskopii na ogół ułatwia chorym odkrztuszanie, dlatego zaleca się po bronchoskopii pobrać plwocinę i wysłać ją do laboratorium na badanie. Płyn z opłucnej pobrany od chorego powinien być odesłany do laboratorium w maksymalnie dużej objętości i zawsze zagęszczany przez wirowanie. Posiewanie na pożywki osadu znacznie zwiększa szansę wykrycia prątków.

W ostatnim 10-leciu wprowadzono wiele nowoczesnych technologii opartych na lepszej znajomości genetyki lub biochemii komórki bakteryjnej. Wprowadzono do laboratoriów czułe mikrobiologiczne metody, dzięki którym można wykryć pojedyncze komórki Mycobacterium lub specyficzne dla prątków substancje chemiczne, a tym samym skrócić czas badania do kilku godzin. W diagnostyce mikrobiologicznej wykorzystuje się metody, które charakteryzują się różną czułością i swoistością w wykrywaniu prątków gruźlicy oraz czasem niezbędnym do uzyskania wyniku.

Badanie bakterioskopowe. Badanie mikroskopowe jest proste w wykonaniu, tanie i wysoce specyficzne (95–97%), a wynik jest możliwy do uzyskania po kilku godzinach. Prątków nie należy barwić metodą Grama. Niestety, czułość badania mikroskopowego jest bardzo mała, szczególnie w przypadkach diagnostyki mikrobiologicznej gruźlicy pozapłucnej, gruźlicy u dzieci i w większości przypadków mykobakteriozy, gdy przyczyną choroby są prątki niegruźlicze MOTT. U dzieci obfite prątkowanie, które można wykryć w badaniu mikroskopowym, jest bardzo rzadkie i na ogół wykrywa się u nich prątki gruźlicy dopiero w hodowli.

Według różnych autorów metoda bakterioskopii pozwala na stwierdzenie obecności prątków, gdy w 1 ml plwociny znajduje się od 5000 do 10 000 komórek Mycobacterium [31]. Nie ma jednoznacznego poglądu na temat, który materiał jest lepszy do diagnostyki gruźlicy: plwocina oddana przez chorego w czasie jego wizyty w placówce służby zdrowia (spot specimen) czy pobierana z rana, po nocy (early morning specimen). Ponieważ pacjent musi oddać do badania 2–3 próbki plwocin, dla komfortu chorego dopuszcza się oba rodzaje pobrań stosowane naprzemiennie. Na podstawie wyniku bakterioskopii nie można jednoznacznie potwierdzić rozpoznania gruźlicy. Ponadto w badaniu bakterioskopowym nie można odróżnić prątków patogennych od prątków saprofitycznych, występujących często jako naturalna flora bakteryjna organizmu lub pochodzących ze środowiska człowieka. Przy dodatnim rozmazie należy zawsze wykonać badanie genetyczne [30, 32].

Wykrywanie materiału genetycznego prątków gruźlicy. Jedną z najnowocześniejszych technik diagnostycznych we współczesnej biologii jest technika reakcji łańcuchowej polimerazy (polymerase chain reaction – PCR), która zmieniła całkowicie klasyczne metody diagnostyki mikrobiologicznej, w tym prątków gruźlicy. Technika PCR umożliwia szybką (w czasie zaledwie kilku godzin) enzymatyczną amplifikację in vitro wybranych odcinków genomu bakteryjnego, aż do takiej ilości, jaka jest wymagana do hybrydyzacji ze specyficzną sondą genetyczną [33]. W nowoczesnym algorytmie pracy proponuje się, aby z materiału od chorego, w którym stwierdza się prątki metodą bakterioskopową, wykonać badanie molekularne z typową dla M. tuberculosis complex sondą genetyczną. Badanie genetyczne wymaga jednego roboczego dnia pracy i pozwala odróżnić prątkowanie chorego od kontaminacji materiału prątkami środowiskowymi, pochodzącymi głównie z wody wodociągowej. Można więc w czasie dwóch dni przeprowadzić i zakończyć dwa najważniejsze badania w mikrobiologicznej diagnostyce gruźlicy, a mianowicie wykrycie i identyfikację prątków patogennych w materiale pobranym od chorego [28, 32].

Coraz szerzej stosowana technika polimorfizmu długości fragmentów restrykcyjnych DNA (restriction fragments length polymorphism – RFLP) polega na identyfikowaniu z określonymi sondami genetycznymi odcinków DNA, wcześniej pociętymi enzymami restrykcyjnymi. Ponieważ układ fragmentów restrykcyjnych jest charakterystycz­ny dla danego gatunku, można go użyć do identyfikacji gatunku lub nawet szczepu bakterii [34, 35]. Dzięki badaniom molekularnym można wykazać, że w obrębie jednej rodziny wystąpiło zakażenie tym samym szczepem prątków lub prześledzić łańcuch epidemiologiczny zakażenia, np. ze środowiska do człowieka, lub rozprzestrzenianie się prątków drogą zakażeń szpitalnych.

Nowoczesne automatyczne systemy hodowli prątków. Wyhodowanie prątków z materiału klinicznego stanowi niezbędny etap w diagnostyce gruźlicy. Wyhodowanie szczepu Mycobacterium ciągle jest uznawane za „złoty standard” w diagnostyce. Jest to metoda o wysokiej czułości (blisko 90%) i specyficzności (> 98%). Wyniki wszystkich innych stosowanych metod są odnoszone do hodowli jako metody referencyjnej. Metoda hodowli jest bardziej czuła niż bakterioskopia i umożliwia wykrycie prątków obecnych nawet

w małych ilościach w materiałach klinicznych (ok. 1000 komórek/ml). Czas uzyskania hodowli na powszechnie stosowanych w laboratoriach pożywkach jajowych L-J (Lowensteina-Jensena) lub Ogawy wynosi ok. 10 tygodni. Czas uzyskania hodowli prątków z materiału pobranego od chorego z podejrzeniem gruźlicy jest znacznie krótszy w nowych systemach hodowlanych [36].

Podsumowanie

W diagnostyce mikrobiologicznej gruźlicy klasyczne metody zostały uzupełnione o diagnostykę opartą na nowych systemach hodowlanych. W systemach tych materiały diagnostyczne od chorego są posiewane na pożywkach zawierających płynną pożywkę Middlebrooka, na których prątki rosną znacznie szybciej niż na pożywkach stałych agarowych lub jajowych. Nowoczesne systemy hodowlane umożliwiają wyhodowanie w ciągu kilku dni szczepu prątków z materiału klinicznego pobranego od chorego . Czas wzrostu prątków zależy przede wszystkim od liczby komórek bakterii, jakie są zawarte w pobranym materiale. Wynik ujemny wydawany jest po 6 tygodniach inkubacji. We wszystkich automatycznych systemach hodowli wzrost prątków jest rejestrowany jako reakcja biochemiczna, np. oddychanie bakterii, pobieranie tlenu lub wydalanie CO2. Proces jest rejestrowany automatycznie i przeliczany na indeks wzrostu. Aparat informuje, że butelka hodowlana wykazuje wzrost prątków. Zaletą tych metod jest możliwość wczesnego wykrycia wzrostu prątków już po 4–6 dniach od założenia hodowli.

Warto przypomnieć, jak ważna dla prawidłowego i szybkiego zdiagnozowania chorego w kierunku gruźlicy jest ścisła współpraca personelu klinicznego (lekarzy i pielęgniarek) z personelem laboratorium (bakteriologami, laborantami, rejestratorkami). Może ona przynieść więcej korzyści niż zastosowanie najbardziej nowoczesnych technologii, dostępnych obecnie w wielu laboratoriach na świecie. W algorytmie pracy laboratorium uwzględnia się, czy chory jest diagnozowany po raz pierwszy, czy jest to wznowa gruźlicy. W przypadku chorych nowo wykrytych przy pierwszym badaniu mikrobiologicznym, oprócz bakterioskopii i posiewów na pożywkach stałych i płynnych, należy zlecić badanie genetyczne na obecność DNA lub RNA prątków gruźlicy. Testy genetyczne nie mogą być wykonywane jako jedyna metoda diagnostyczna, ponieważ nie zastępują innych metod bakteriologicznych, a są jedynie ich uzupełnieniem. W grupie chorych wcześniej leczonych z uwagi na ryzyko lekooporności związane ze wznową choroby, oprócz badań wyżej wymienionych należy dodatkowo zlecić wykonanie molekularnego testu wykrywającego lekooporność prątków bezpośrednio w materiale klinicznym pobranym od chorego. Laboratoryjne kryteria rozpoznania gruźlicy zależą od wyników wielu badań bakteriologicznych i histopatologicznych. Kryteria te przedstawiono w tabeli II.



Autorki deklarują brak konfliktu interesów.

Piśmiennictwo

 1. Spigelman M, Lemma E. The use of polymerase chain reaction (PCR) to detect Mycobacterium tuberculosis in ancient skeleton. Int J Osteoarcheol 1993; 3: 137-147.

 2. WHO. Global Tuberculosis Report 2012. World Health Organization, Geneva 2012.

 3. Lonnroth K, Castro KG, Chakaya JM, et al. Tuberculosis control and elimination 2010-50: cure, care, and social development. Lancet 2010; 375: 1814-1829.

 4. Jagielski T, Augustynowicz-Kopeć E, Zwolska Z. Epidemiologia gruźlicy w perspektywie świata, Europy i Polski. Wiad Lek 2010; 63: 230-246.

 5. Gruźlica i choroby układu oddechowego w Polsce w 2011 roku. Korzeniewska-Koseła M. (red.). Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc, Warszawa 2012.

 6. Gruźlica i choroby układu oddechowego w Polsce w 2010 roku. Korzeniewska-Koseła M. (red.). Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc, Warszawa 2011.

 7. Zwolska Z. Robert Koch twórca bakteriologii chorób zakaźnych. Via Medica, Gdańsk 2006.

 8. Daniel TM. Robert Koch and the pathogenesis of tuberculosis. Int J Tuberc Lung Dis 2005; 11: 1181-1182.

 9. Janicka-Sobierajska G. Gruźlica wśród więźniów w latach 1999-2003. Pneumonol Alergol Pol 2004; 72: 258.

10. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopeć E. Gruźlica lekooporna. Pol Merk Lek 2011; 30: 179: 5-9.

11. Augustynowicz-Kopeć E. Gruźlica lekooporna w Polsce. Analiza epidemiologiczna, mikrobiologiczna i genetyczna. Rozprawa habi-litacyjna. Akademia Medyczna w Warszawie, 2007.

12. Multidrug and extensively drug-resistant TB (M/XDR-TB): 2010 global report on surveillance and response. WHO/HTM/TB/2010.3. Dziennik Urzędowy Unii Europejskiej. L159 z 18.06.2008.

13. Kozińska M, Brzostek A, Krawiecka D i wsp. Gruźlica lekooporna typu MDR, pre-XDR I XDR w Polsce w latach 2000–2009. Pneumonol Alergol Pol 2011; 79: 278-287.

14. Riley RL. Transmission and environmental control. In: Tuberculosis. A comprehensive international approach, Reichman LB, Hershfield ES, (eds.) Marcel Dekker, New York 2000; 123-136.

15. Zwolska Z. Znaczenie dezynfekcji powietrza w zapobieganiu transmisji gruźlicy w placówkach medycznych. Zakażenia 2006; 5:

92-97.

16. Ehrenkranz NJ, Kicklighter JL. Tuberculosis outbreak in a general hospital: evidence for air-bone spread of infection. Ann Intern Med 1972; 77: 377-382.

17. Raitio M, Tala E. Tuberculosis among health care workers during three recent decades. Eur Respir J 2000; 15: 304-307.

18. Counsell SR, Tan JS, Dittus RS. Unsuspected pulmonary tuberculosis in a community teaching hospital. Arch Intern Med 1989; 149: 1274-1278.

19. Pęcak W. Rola badań mikrobiologicznych w kierunku badania prątków gruźlicy na poziomie lecznictwa podstawowego oraz oddziałów szpitala spoza pionu przeciwgruźliczego. Pneumonol Alergol Pol 1997; 65: 403-412.

20. D’Agata E, Wise S, et al. Nosocomial transmission of Mycobacterium tuberculosis from an Extrapulmonary site. Infect Control Hosp Epidemiol 2001; 22: 10-12.

21. Lundin AP, Adler AJ, Berlyne GM, et al. Tuberculosis in patients undergoing maintenance hemodialysis unit. Am J Med 1979; 67: 597-602.

22. Zwolska Z. Mycobacterium bovis stary i nowy problem w gru­źlicy zwierząt i ludzi. Nowa Klinika. Medycyna Zakażeń 2010; 17: 340-346.

23. Augustynowicz-Kopeć E, Krajewska M, Zabost A i wsp. Characterisation of Mycobacdterium bovis strains isolated from farm and wild animals in Poland. Bull Vet Pulawy 2011; 55: 385-389.

24. Hlavsa MC, Moonan PK, Cowam LS, et al. Human tuberculosis due to Mycobacterium bovis in the United States, 1995-2005. Clin Infect Dis 2008; 47: 168-175.

25. Wróblewska M, Augustynowicz-Kopeć E, Jezierska-Anczuków A i wsp. Endoskopy jako potencjalne źródło zakażeń szpitalnych. Magazyn Medyczny 2002; 8: 17-23.

26. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopeć E, Domagała-Krzewniak A i wsp. Ryzyko narażenia na gruźlicę jako chorobę zawodową u personelu medycznego. Zakażenia 2001; 2: 17-22.

27. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopeć Z. Diagnostyka gruźlicy i my­kobakterioz. W: Choroby wewnętrzne. Stan wiedzy na 2010. Szczeklik A (red.). Medycyna Praktyczna, Kraków 2011.

28. Drobniewski FA, Hoffner S, Rusch-Gerdes S, et al. Recommended standards for modern tuberculosis laboratory services in Europe. Eur Respir J 2006; 28: 903-909.

29. Zwolska Z. Struktura i organizacja sieci laboratoriów prątka gruź-licy w Polsce. W: Higiena w placówkach opieki medycznej. Dulny G, Leibrant E (red.). Verlag Dashofer 2002; 7: 6.

30. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopeć E, Kostrzewa E i wsp. Czułość metody bakterioskopowej w wykrywaniu prątków gruźlicy i MOTT na podstawie analizy 22 218 badań diagnostycznych przeprowa­dzonych w Zakładzie Mikrobiologii IGiCHP w okresie 1998-2001. Pneumonol Alergol Pol 2002; 70: 368-377.

31. Rieder HL, Chonde TM, Myking H, et al. The public Health Service National Tuberculosis Reference Laboratory and the National Laboratory network. Minimum requirements, role and operation in a low-income country. Edition I Paris: International Union Against Tuberculosis and Lung Disease, 1998.

32. Zwolska Z, Augustynowicz-Kopeć E. Wybrane zagadnienia mikrobiologicznej diagnostyki gruźlicy. W: Gruźlica dziecięca. Ziołkowski J (red.). Borgis, Warszawa 2010; 43-97.

33. Supply P, Allix C, Lejean S, et al. Proposal for standardization of optimized mycobacterial interspersed repetitive unit-variable-number tandem repeat typing of M. tuberculosis. J Clin Microbiol 2006; 44: 4498-4510.

34. Augustynowicz-Kopeć E, Jagielski T, Zwolska Z. Genetic diversity of isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates collected in Poland and assessed by spoligotyping. J Clin Microbiol 2008; 46: 4041-4044.

35. Kozińska M. Badanie źródeł transmisji gruźlicy w środowisku rodzinnym. W: Walka z gruźlicą u ludzi i zwierząt w Polsce. Stulecie pierwszego polskiego laboratorium prątka. Rudka 1912-2012. Dusińska H, Zwolska Z (red.). Wyd. Kawdruk, Warszawa 2012; 221-231.

36. Hepple P, Novoa-Cain J, Cheruiyot C, et al. Implementation of liquid culture for tuberculosis diagnosis in a remote setting: lessons learned. Int J Tuberc Lung Dis 2011; 15: 405-407.
Copyright: © 2013 Narodowy Instytut Geriatrii, Reumatologii i Rehabilitacji w Warszawie. This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International (CC BY-NC-SA 4.0) License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/), allowing third parties to copy and redistribute the material in any medium or format and to remix, transform, and build upon the material, provided the original work is properly cited and states its license.






Quick links
© 2022 Termedia Sp. z o.o. All rights reserved.
Developed by Bentus.