Examination of the activity of chosen blood platelets lysosomal proteases in atopic dermatitis patients

Mimo długotrwałych i wielokierunkowych badań patogeneza atopowego zapalenia skóry (AZS) nie została dotychczas do końca poznana i jest przedmiotem licznych kontrowersji [1]. Od wielu lat sugeruje się genetyczne tło choroby – jednak w chwili obecnej przyjmuje się, że w AZS – oprócz uwarunkowania genetycznego – największą rolę odgrywają zaburzenia układu immunologicznego, zarówno w zakresie odpowiedzi humoralnej (I typ reakcji alergicznej), jak i komórkowej (IV typ reakcji alergicznej) często współwystępujące z mechanizmami niealergicznymi [2]. Rola specyficznych alergenów w patogenezie AZS pozostaje kontrowersyjna, aczkolwiek wielu autorów zwraca uwagę na znaczenie antygenów powietrznopochodnych i pokarmowych w rozwoju i zaostrzaniu zmian skórnych w przebiegu tej choroby [3].

Płytki jako element morfotyczny krwi biorą czynny udział w licznych procesach homeostazy organizmu. Wiele czynników egzo- i endogennych może mieć wpływ na ich aktywność metaboliczną [4–9].
Od kilkudziesięciu lat prowadzone są badania, mające udowodnić związek niektórych chorób, zwłaszcza przewlekłych procesów zapalnych, ze szczególnym uwzględnieniem schorzeń z kręgu atopii, z aktywnością niektórych enzymów lizosomalnych. Ważną rolę w procesach zapalnych w przebiegu atopowego zapalenia skóry odgrywają enzymy hydrolityczne, uwalniane z lizosomów płytek krwi [10–15].
W AZS skupiano się głównie na obserwacjach dotyczących granulocytów obojętnochłonnych, stwierdzając w wielu badaniach zmniejszenie aktywności fosfatazy kwaśnej oraz β-glukuronidazy, produkowanych w lizosomach tych komórek (także u rodziców pacjentów, u których nie stwierdzono objawów klinicznych). Faktem tym tłumaczy się osłabienie odporności na infekcje u chorych na AZS. Ponadto w pojedynczych badaniach stwierdzano wzrost β-glukuronidazy w monocytach oraz obniżenie aktywności fosfatazy kwaśnej w limfocytach [14, 16, 17].
W płytkach krwi istotną aktywność enzymatyczną obserwuje się w lizosomach. Są to ciałka elektronowo gęste, znajdujące się wewnątrz komórek, gdzie spełniają głównie funkcję trawienną. Badania ostatnich lat wykazały szerszy udział tych organelli w innych ważnych procesach życiowych. Czynność lizosomów jest bardzo złożona, stanowią one wewnątrzkomórkowy układ trawienny prawie wszystkich komórek, umożliwiając wykorzystanie własnych składników do procesów metabolicznych. W lizosomach stwierdzono ok. 60 enzymów hydrolitycznych, aktywnie działających, głównie w środowisku kwaśnym. Są to hydrolazy estrów karboksylowych i tiolowych, enzymy działające na wiązania zawierające fosfor, esterazy siarczanowe, glikozydazy, peptydazy i amidazy. Niektóre z nich (fosfataza kwaśna, β-glukuronidaza, esteraza tiooctanowa i N-acetyloglikozaminidaza stały się wyznacznikami tych struktur [18, 19].
W dostępnym piśmiennictwie nie udało się znaleźć jakichkolwiek doniesień o badaniach enzymów lizosomalnych w płytkach krwi u pacjentów z AZS.
Wiele z leków stosowanych w terapii AZS wpływa na proces uwalniania enzymów z lizosomów komórek, których udział w patogenezie AZS został udowodniony. Poszukiwanie nowych metod leczniczych jest nadal wielkim wyzwaniem w dermatologii, a być może wykrycie innych aspektów patogenetycznych AZS stworzy możliwość skuteczniejszego leczenia.
Celem niniejszej pracy jest prześledzenie aktywności hydrolaz lizosomalnych płytek krwi u chorych na atopowe zapalenie skóry o różnym stopniu nasilenia choroby.
Cele pracy
1. Oznaczenie aktywności wybranych enzymów lizosomalnych płytek krwi chorych na AZS oraz w grupie osób zdrowych: katepsyny G, katepsyny D, katepsyny B, katepsyn tiolowych.
2. Ocena zależności uzyskanych wyników badań laboratoryjnych od stopnia nasilenia procesu chorobowego wg skali SCORAD.
Materiał i metodyka
Dobór chorych
Badaniem objęto 97 osób, w tym:
1) grupę odniesienia (O) stanowiło 30 osób klinicznie zdrowych w tym: 16 kobiet w wieku 17–44 lat X–=28,88 (6,47 lat) oraz 14 mężczyzn w wieku 18–42 lat X–=30,27 (7,21) (tab. 1., 1a.).
2) grupę badaną (B) stanowiło 67 osób z atopowym zapaleniem skóry, w tym 37 kobiet w wieku 16–43 lat X–=27,99 (5,99) i 30 mężczyzn w wieku 18–40 lat X–=28,87 (7,11) (tab. 1., 1a.). Grupa badana i grupa odniesienia miały podobną strukturę co do wieku i płci.

Do badań kwalifikowano osoby z aktywnym procesem chorobowym. Warunkiem rozpoznania AZS u każdego chorego było spełnienie przynajmniej 3 głównych cech wg kryteriów Hanifina i Rajki. Przy wątpliwościach klinicznych nie były rozpatrywane cechy mniejsze i tacy chorzy nie zostali zakwalifikowani do badania.
Osoby, od których został pobrany materiał do badań laboratoryjnych nie stosowały w ciągu ostatnich 3 mies. leczenia ogólnego. Dopuszczono jedynie stosowanie diet eliminacyjnych i leczenie pielęgnacyjne oraz dodatkowo miejscowe stosowanie preparatów glikokortykosteroidowych na powierzchnię skóry, nie przekraczające 10% ogólnej powierzchni u chorych z ciężkim stanem klinicznym.
Stopień nasilenia AZS oceniano wg skali SCORAD.
Przyjmując za kryterium stopień nasilenia procesu chorobowego pacjentów podzielono na 2 grupy:
w grupę I stanowiło 35 osób, w tym 20 kobiet i 15 mężczyzn z lekkim lub średnim stanem klinicznym, czyli do 40 punktów w skali SCORAD,
w grupę II stanowiły 32 osoby, w tym 17 kobiet i 15 mężczyzn z ciężkim stanem klinicznym, czyli powyżej 40 punktów w skali SCORAD (tab. 2.).
Wszyscy ochotnicy zostali poinformowani o celu i zakresie badania i wyrazili na nie dobrowolną zgodę.
Metody laboratoryjne
Uzyskiwanie materiału do badań
Krew do badań pobierano w godzinach rannych (7.00–8.00) z żyły łokciowej w ilości ok. 20 ml do probówek polietylenowych z dodatkiem 1% EDTA w 0,14 M NaCl o pH 7,4 w stosunku 1 objętości antykoagulantu na 9 objętości krwi.
Otrzymywanie krwinek płytkowych
Krwinki płytkowe otrzymywano metodą frakcjonowanego wirowania w temperaturze pokojowej przy 1 000 obr./min przez 10 min. W wyniku wirowania z pełnej krwi otrzymywano osocze bogatopłytkowe (PRP), które ściągano plastikową pipetką ostrożnie znad warstwy osadzonych krwinek czerwonych i przenoszono do probówek polietylenowych.
Następnie ponownie je wirowano przy 2 500 obr./min przez 20 min.
Osad krwinek płytkowych zawieszano w buforze o składzie 0,14 M NaCl, 0,01 M Tris – HCl pH 7,4, 0,005 M glukoza i 0,001 M EDTA. Liczbę uzyskanych krwinek płytkowych liczono w komorze Bürkera i oznaczano ich hematokryt. Mikroskopowo oceniano również stopień zanieczyszczenia uzyskanego osadu krwinek innymi elementami morfotycznymi pełnej krwi. Nie przekraczał on 0,01% [20].
Oznaczanie aktywności
proteaz lizosomalnych
Katepsyna G E.C.3.4.21.20 [21]
Substratem jest ester aminokwasowy -2-naftolu, benzoilo-fenyloalanylo-2-naftolo ester (Sigma) (5 mg na 1 ml DMSO). Działaniem enzymu zostaje uwolniony 2-naftol, który z solą dwuazoniową daje barwny produkt o maksimum pochłaniania przy E520 nm.

Katepsyna D E.C.3.4.23.5 [21]
Proteazy rozkładają azokazeinę przy różnych wartościach pH.
Uwalniane azopeptydy są rozpuszczalne w TCA w przeciwieństwie do nierozłożonej azokazeiny. Badanie wykonywano przy użyciu substratu, jakim była 2% azokazeina (Sigma) w buforze octanowym.

Proteazy tiolowe E.C.3.4.22.15 [21]
Metodyka oznaczeń jak w przypadku katepsyny D.

Katepsyna B E.C.3.4.22.1 [22]
Katepsyna B oraz H rozkłada benzoilo-DL-arginilo p-nitroanilinę, która w środowisku zasadowym posiada intensywne zabarwienie żółte przy 405 nm. Substratem był: 20 mM BAPNA (N-alfa-Benzoyl-DL-arginine-p-nitroanilide) (Sigma) w DMSO.
Wyniki aktywności enzymów podawano w U/mg białka. Białko w badanym materiale oznaczano metodą Lowry’ego [23].
Opracowanie statystyczne wyników
Analizę statystyczną uzyskanego materiału faktograficznego prowadzono w następujących grupach – wg schematów:
1. Porównanie wieku osób z grupy odniesienia i grupy badanej: test t-Studenta dla prób niezależnych (wyniki spełniały cechy rozkładu normalnego) [24]. Porównywano wg schematu:
O:K vs M
B:K vs M
O vs B:K
O vs B:M
O vs B: razem.
2. Ocena stopnia nasilenia procesu chorobowego wg skali SCORAD: opisowa analiza logiczna.
3. Ocena porównawcza aktywności badanych enzymów u osób z grupy odniesienia i badanej: test U Manna-Whitney’a (wyniki nie spełniały cech rozkładu normalnego). Porównywano wg schematu:
O:K vs M
B:K vs M
O vs B:K
O vs B:M
O vs B: razem.
4. Grupa badana – porównanie aktywności badanych enzymów w odniesieniu do wartości wskaźnika SCORAD 40 ≤ vs ≤ 40: test U Manna-Whitney’a [24] (wyniki nie spełniały cech rozkładu normalnego). Porównywano wg schematu:
B:40 SCORAD ≤ vs ≤ 40 SCORAD:M
B:40 SCORAD ≤ vs ≤ 40 SCORAD:K
B:40 SCORAD ≤ vs ≤ 40 SCORAD: razem.
5. W ocenie znamienności statystycznej różnic przyjęto:
p<0,05 – różnica znamienna
p<0,01 – różnica znamienna
p<0,005 – różnica wysoce znamienna
p<0,001 – różnica wysoce znamienna
Wyniki badań
Badania kliniczne
W grupie badanej, wartość wskaźnika SCORAD do 40 punktów dotyczyła 52,24% chorych, a wartość powyżej 40 punktów – 47,76% chorych; w obydwu przypadkach bez znaczących różnic pomiędzy kobietami i mężczyznami (tab. 2.).
Badania laboratoryjne
W grupie odniesienia, u kobiet w porównaniu do mężczyzn, aktywność katepsyny G była znamiennie (p<0,05) niższa, w grupie badanej – znamiennie (p<0,05) wyższa.
W grupie badanej – w porównaniu do grupy odniesienia – aktywność katepsyny G u kobiet była znamiennie (p<0,05) wyższa, natomiast u mężczyzn i w całych grupach osobowych bez różnic istotnych (ryc. 1.).
W grupie badanej – w porównaniu do grupy odniesienia – zarówno u kobiet, mężczyzn, jak i w całych grupach osobowych, aktywność katepsyny D nie wykazywała różnic istotnych (ryc. 2.).
U kobiet, w porównaniu do mężczyzn, aktywność katepsyny B w grupie badanej była znamiennie (p<0,05) niższa, w grupie odniesienia – bez różnic znamiennych.
W grupie badanej, w porównaniu do grupy odniesienia, aktywność katepsyny B u kobiet była znamiennie (p<0,05) niższa, u mężczyzn – znamiennie (p<0,05) wyższa, w całych grupach osobowych – bez różnicy istotnej (ryc. 3.).
W grupie badanej, w porównaniu do grupy odniesienia, aktywność katepsyn tiolowych u kobiet, mężczyzn, jak i w całej grupie osobowej nie wykazywała różnic znamiennych (ryc. 4.).
Analiza zależności
wyników badań laboratoryjnych
od wyników badań klinicznych
Aktywność katepsyny G u kobiet z wartością wskaźnika SCORAD powyżej 40, w porównaniu do kobiet z wartością wskaźnika SCORAD poniżej 40, była znamiennie (p<0,05) niższa; u mężczyzn nie wykazywała różnicy istotnej. Aktywność katepsyny G w całej grupie chorych ze wskaźnikiem SCORAD powyżej 40, w porównaniu do całej grupy chorych ze wskaźnikiem SCORAD poniżej 40, była znamiennie (p<0,05) niższa (ryc. 5.).
Aktywność katepsyny D u kobiet z wartością wskaźnika SCORAD powyżej 40, w porównaniu do kobiet z wartością wskaźnika SCORAD poniżej 40, była znamiennie (p<0,05) wyższa; u mężczyzn – bez różnic istotnych. Aktywność katepsyny D w całej grupie osobowej z wartością wskaźnika SCORAD powyżej 40 w porównaniu do całej grupy chorych z wartością wskaźnika SCORAD poniżej 40, była znamiennie (p<0,01) wyższa (ryc. 6.).
Aktywność katepsyny B u chorych z wartością wskaźnika SCORAD powyżej 40, w porównaniu do chorych z wartością wskaźnika SCORAD poniżej 40, u kobiet i w całej grupie była znamiennie (p<0,05) wyższa, natomiast u mężczyzn znamiennie (p<0,05) niższa (ryc. 7.).
Aktywność katepsyn tiolowych w grupie osób z wartością wskaźnika SOCRAD powyżej 40, w porównaniu do chorych z wartością wskaźnika SCORAD poniżej 40 (oddzielnie kobiet, mężczyzn i w całych grupach osobowych) nie wykazywała różnic znamiennych (ryc. 8.).
Omówienie wyników
W ostatnim czasie coraz częściej przedmiotem licznych badań jest udział płytek krwi w wielu procesach immunologicznych ustroju, zwłaszcza o charakterze przewlekłym. Z dotychczasowych badań wynika, że aktywność trombocytów w przebiegu AZS jest bezsporna. W procesie alergicznego zapalenia płytki krwi są aktywowane przez szereg mediatorów: PAF, serotoninę, MBP, MPO, trombinę [25, 26]. Ponadto zauważono, że są one dodatkowo pobudzane przez cząstki IgE, reagujące ze znajdującym się na ich powierzchni receptorem Fce(RII [27]. W wyniku tych procesów trombocyty ulegają wzmożonej agregacji, uwalniają wolne rodniki, a także wydzielają szereg enzymów. I tak stwierdzono wzmożoną czynność wydzielniczą w pobudzonych płytkach, m.in. z ziarnistości zbitych (histamina, serotonina), czy też ziaren a (PF4, selektyna P) [5, 28]. W dotychczas opublikowanych pracach nie udało się odszukać jakichkolwiek doniesień dotyczących sekrecji enzymów z lizosomów płytek krwi, mimo że uwalniane enzymy lizosomalne są ważnym wskaźnikiem aktywności biologicznej komórki w przewlekłym zapalnym procesie chorobowym [29].
W warunkach fizjologicznych hydrolazy i proteazy utrzymywane są w stanie spoczynku, zamknięte strukturami błonowymi lizosomów, stanowią tym samym potężny ładunek enzymatyczny. Wszelkie procesy powodujące rozpad komórki lub jej uaktywnienie destabilizują błony lizosomalne, powodując uwolnienie i uaktywnienie nagromadzonych enzymów do wnętrza komórki i poza struktury komórkowe; w ten sposób rozpoczynają kaskadę procesów biochemicznych.
Wśród zbadanych enzymów obserwuje się znamienny statystycznie spadek poziomów katepsyny D (u kobiet) w stosunku do odpowiedniej grupy odniesienia.
Wyniki potwierdzają, że płytki krwi odgrywają rolę w patogenezie AZS, co jest zgodne z wieloma wcześniejszymi badaniami, udowadniającymi udział trombocytów w nasileniu procesu zapalnego, odpowiedzialnego za występowanie objawów atopowego zapalenia skóry [27, 30–37]. Gdyby aktywność wszystkich zbadanych enzymów utrzymywała się na niezmiennym statystycznie poziomie, można by zastanawiać się, czy procesy ustrojowe inicjowane lub kontynuowane przez płytki krwi stanowią znaczący czynnik patogenetyczny AZS.
Zmiany aktywności enzymatycznej lizosomów, która ulega nasileniu u chorych z bardziej zaawansowanym procesem chorobowym, wskazują jednocześnie na udział enzymów produkowanych przez te organelle w przebiegu AZS.
Z rezultatów badań własnych trudno jednakże wyciągnąć oczywiste wnioski, tym bardziej, że nie można posiłkować się wynikami doświadczeń innych autorów dotyczących tego lub zbliżonych zagadnień. Należy więc rozważyć dwie różniące się hipotezy:
w jedną z przyczyn powstawania i rozwoju AZS może być pierwotny defekt procesu syntezy i aktywacji enzymów lizosomalnych w płytkach krwi;
lub:
w obniżenie aktywności N-acetyloglikozaminidazy,
β-glukuronidazy lizozymu i kwaśnej fosfatazy w lizosomach płytek krwi u chorych na AZS jest związane z labilizacją błon lizosomalnych i nadmiernym uwalnianiem tych enzymów do wnętrza trombocytu, a następnie poza komórkę (wprost proporcjonalnie do stopnia nasilenia procesu chorobowego) oraz z angażowaniem tych enzymów w wiele procesów biologicznych i zużywaniem lizosomalnych zapasów badanych enzymów.

Interesującym zagadnieniem są statystycznie znamienne: wzrost aktywności katepsyny G w płytkach pobranych od chorych kobiet oraz wzrost aktywności katepsyny B u chorych mężczyzn w stosunku do grup odniesienia. Interpretacja tego zjawiska nie jest jednoznaczna. Porównując aktywność tych enzymów u chorych z wartością wskaźnika SCORAD powyżej 40 w stosunku do osób z wartością wskaźnika poniżej 40 okazuje się, że zarówno katepsyna G u kobiet, jak i katepsyna B u mężczyzn z bardziej zaawansowanym procesem chorobowym osiągają wartości znamiennie niższe. Można zatem przypuszczać, że katepsyny G i B z lizosomów płytek krwi rozpoczynają swój udział w procesie chorobowym nieco później w stosunku do enzymów znacznikowych. Dlatego u chorych z mniejszym nasileniem choroby wykazują znamienny wzrost aktywności. Gdy już proces jest utrwalony i nasilony, może wtórnie dochodzić do wyczerpania enzymatycznego lizosomów płytkowych.
U chorych z dużym nasileniem procesu chorobowego, opisywanym wartościami wskaźnika SCORAD przekraczającymi 40, bardzo charakterystyczny jest spadek aktywności katepsyny G, z jednocześnie obserwowanym wzrostem aktywności katepsyny D i B. Wynika z tego, że poziomy wymienionych enzymów lizosomalnych w płytkach krwi mogą być wskaźnikiem stopnia ciężkości atopowego zapalenia skóry.
Obserwowany wzrost aktywności niektórych enzymów lizosomalnych w płytkach (katepsyna G, D i B) wynikać może także z obecności u części chorych nie stwierdzonych w badaniu lekarskim utajonych infekcji, które mogą odgrywać znaczącą rolę w etiopatogenezie AZS. Drobnoustroje mogą dodatkowo pobudzać proces syntezy i uwalniania enzymów lizosomalnych [38–41].
W przeprowadzonych badaniach zwracają uwagę, wspominane już, charakterystyczne zmiany aktywności niektórych enzymów lizosomalnych, obserwowane u chorych w zależności od płci. I tak poziomy lizozymu, katepsyny G czy D znamiennie ulegają obniżeniu lub podwyższeniu jedynie w grupie badanych kobiet. W badaniach aktywności katepsyny B, zarówno u osób ze wskaźnikiem SCORAD poniżej, jak i powyżej 40, obserwowane wyniki w porównywalnych grupach kobiet i mężczyzn są odmienne. Może to świadczyć o tym, że duży wpływ na wydzielanie i udział w procesach biologicznych niektórych enzymów mają hormony płciowe. Najnowsze badania Kiriyama i współpracowników udowadniają wyraźne zaostrzenie procesu chorobowego u 47% kobiet z AZS w tygodniu poprzedzającym menstruację [42–44].
Z przeprowadzonych badań własnych wynika, że stabilizacja błon lizosomalnych, powodowana czynnikami farmakologicznymi, może mieć duże znaczenie w kontrolowaniu choroby. Z jednej strony należy poszukiwać leków zmniejszających procesy i czynniki aktywujące płytki krwi, a więc związków blokujących wydzielanie lub wiązanie PAF, serotoniny czy innych agonistów trombocytarnych (np. stosowany wiele lat nedokromil sodu). Z drugiej strony należałoby doświadczalnie testować metody lecznicze, prowadzące bezpośrednio do stabilizacji błon lizosomalnych. Działanie takie mogłoby sprzyjać zmniejszaniu nasilenia stanu zapalnego, hamowaniu procesu uszkadzania naczyń, obniżaniu stopnia wykrzepiania, regulacji tworzenia związków typu kinin, czy unikaniu degradacji struktur błonowych. Środki farmakologiczne lub metody lecznicze, stabilizujące błony lizosomalne, mogłyby też wpływać na zwiększenie stanu odporności organizmu, zmniejszając zwłaszcza zapadalność na przewlekłe infekcje, bardzo często wikłające proces chorobowy, utrudniające leczenie i pogarszające rokowanie.
Przywracaniem stabilności błonom lizosomalnym można m.in. tłumaczyć skuteczność kliniczną uznanych leków, takich jak nedokromil sodu czy ketotifen, ale w tym procesie tkwi również nadzieja na lepsze efekty lecznicze substancji dopiero testowanych (np. ZK 118.182) [45–48].
W związku z brakiem możliwości porównania tych badań z innymi, bardziej szczegółowe i pewniejsze odpowiedzi na pytanie o rolę płytkowych enzymów lizosomalnych w patogenezie AZS mogą dać kolejne prace badawcze. I tak w kolejnych etapach, najlepiej u tych samych chorych, należałoby zbadać poziomy identycznych enzymów lizosomalnych, znajdujących się w stanie niezwiązanym w surowicy krwi. Wskazanym byłoby oczywiście monitorowanie wielkości badanych wartości, w zależności od stopnia nasilenia objawów chorobowych. Znamiennie podwyższona aktywność tych enzymów stanowiłaby potwierdzenie hipotezy o wyczerpywaniu się ich zapasów lizosomalnych w płytkach krwi w przebiegu choroby.
Wspominano już o konieczności wyodrębnienia wśród badanych chorych grupy z niewielkim nasileniem objawów chorobowych. Być może należałoby też zwrócić uwagę na fazę cyklu miesiączkowego badanych kobiet w dniu pobierania materiału.
Jednoczesne badania aktywności enzymów lizosomalnych płytek krwi rodziców chorych (oczywiście z założeniem niewystępowania u nich czynnych objawów klinicznych chorób z kręgu atopii) dałyby być może odpowiedź na pytanie: czy uszkodzenie cyklu przemian enzymatycznych w lizosomach trombocytów nie jest jedną z pierwotnych przyczyn występowania i zaostrzania się choroby (należałoby wtedy myśleć o jakimś defekcie genetycznym).
Reasumując, uzyskane wyniki badań potwierdzają udział płytek krwi w patogenezie AZS. Przewlekły i nasilony proces zapalny prowadzi do destabilizacji błon lizosomalnych i ucieczki wielu enzymów na zewnątrz błony komórkowej. To z kolei prawdopodobnie skutkuje wtórnym uszkodzeniem komórek i tkanek oraz zmniejszeniem odporności na infekcje. Jednocześnie okazuje się, że aktywność niektórych enzymów lizosomalnych w płytkach może służyć jako wskaźnik ciężkości choroby.
Wnioski
1. W patogenezie atopowego zapalenia skóry ważną rolę odgrywają procesy związane z aktywnością enzymów lizosomalnych płytek krwi.
2. Przewlekły i nawrotowy charakter atopowego zapalenia skóry prowadzić może do wyczerpania enzymatycznego lizosomów płytkowych, o czym świadczy spadek aktywności niektórych badanych enzymów w płytkach krwi chorych.
3. Dla chorych ze znacznym stopniem nasilenia procesu chorobowego (SCORAD powyżej 40) charakterystyczny jest spadek katepsyny G z jednocześnie obserwowanym wzrostem aktywności katepsyny D i B. Aktywność tych enzymów może stanowić wskaźnik stopnia ciężkości AZS.
4. Współczesne metody leczenia atopowego zapalenia skóry powinny w większym stopniu uwzględniać mechanizmy związane ze stabilizacją błon lizosomalnych płytek krwi – komórek zaangażowanych w patogenezę procesu chorobowego.
Piśmiennictwo
1. Ellis C, Luger T, Abeck D, et al.: International Consensus Conference on Atopic Dermatitis II (ICCAD II): clinical update and current treatment. Br J Dermatol 2003; 148, suppl. 63: 3-10.
2. Misery L: Atopic dermatitis and the nervous system. JEADV 2003; suppl. 3: 71.
3. Turjanmaa K.: New aspects of the atopy patch test. JEADV 2003; 17, suppl. 3: 36-37.
4. Taieb A, Labreze L, Stalder JF, et al.: Clinical validation of the SCORAD-index. Eur J Dermtol 1995; 5: 69.
5. Masini E, Di Bello MG, Raspanti S, et al.: The role of histamine in platelet aggregation by physiological and immunological stimuli. Inflamm Res 1998; 47: 211-20.
6. Joseph M, Tsicopoulos A, Tonnel AB, et al.: Modulation by nedocromil sodium of immunologic and nonimmunologic activation of monocytes, macrophages, and platelets. J Allergy Clin Immunol 1993; 92 (1 Pt 2): 165-70.
7. Spiegelberg H: Fc receptors for IgE and interleukin-4 induced IgE and IgG4 secretion. J Invest Dermatol 1990; 94: 49S-52S.
8. Looney RJ: Structure and function of human and mouse Fc gamma RII. Struktura i funkcja receptora Fc gamma RII u człowieka i myszy. Blood Cells 1993; 19 (2): 353-9.
9. Gropp U: Neurodermatitis endogenous eczema-atopic dermatitis-atopic eczema. Kinderkrankenschwester 1999; 18 (3): 91-95.
10. Astafieva NG: Platelet role in pathogenesis of atopic and nonimmunologic asthma. Allergol Immunopathol (Madr) 1990; 18: 19-26.
11. Seiberler S, Bugajska-Schretter A, Hufnagl P, et al.: Characterization of IgE-reactive autoantigens in atopic dermatitis. 1. Subcellular distribution and tissue-specific expression. Int Arch Allergy Immunol 1999; 120 (2): 108-16.
12. Hilger RA, Neuber K, Konig W: Conversion of leukotriene A4 by neutrophils and platelets from patients with atopic dermatitis. Immunology 1991; 74 (4): 689-95.
13. Koro O, Furutani K, Hide M, et al.: Chemical mediators in atopic dermatitis: involvement of leukotriene B4 released by a type I allergic reaction in the pathogenesis of atopic dermatitis. J Allergy Clin Immun 1999; 103 (4): 663-70.
14. Peciak B, Filipowska B, Gawlik R i wsp.: Leukotrieny cysteinylowe i ich prawdopodobny udział w patomechanizmie atopowego zapalenia skóry. Przegl Dermatol 1998; 85 (1): 65-71.
15. Kieć-Świerczyńska M, Prażanowski M, Skulimowska H: Zróżnicowanie rozpoznania alergicznego i nie-alergicznego zapalenia skóry mierzeniem poziomu kwasu fosfatazowego w granulocytach obojętnochłonnych i limfocytach krwi obwodowej. Przegl Dermatol 1990; 77: 102-6.
16. Peciak B, Tarnowski R, Gawlik R i wsp.: Uwalnianie leukotrienów cysteinylowych z izolowanych leukocytów krwi obwodowej chorych na atopowe zapalnie skóry. Przegl Dermatol 1999; 86 (6): 555-65.
17. Neuber K, Hilger RA, Konig W: Differential increase in 12-HETE release and CD29/CD49f expression of platelets from normal donors and from patients with atopic dermatitis by Staphylococcus aureus. Int Arch Allergy Immunol. 1992; 98 (4): 339-42.
18. Kawiak J, Mirecka J, Olszewska M i wsp.: Podstawy cytofizjologii, Warszawa, 1985: 230-4.
19. Lombardo A, Caimi L, Marchesini S, et al.: Enzymes of lysosomal origin in human plasma and serum: assay conditions and parameters influencing the assay. Clin Chim Acta 1980; 22/108 (3): 337-46.
20. Wachowicz B, Buczyński A, Krajewski T i wsp.: Mikrometoda oznaczania nukleotydów adeninowych w krwinkach płytkowych krwi u człowieka. Pol Tyg Lek 1988; 7: 230-2.
21. Barret JNWM: The pathophysiology of psoriasis. Lancet, 1991; 338: 227-30.
22. Langner A, Wakil A, Zimmerman M, et al.: Aktivitätsbestimmung proteolytischer Enzyme mit Azokasein als substrat. Acta Biol Med Germ 1973; 31: 1-18.
23. Low’ry OH, Rosenbrough NJ, Farr AL, Randall RJ: Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem 1951; 193: 265-9.
24. Łomnicki A: Wprowadzenie do statystyki dla przyrodników. PWN, Warszawa, 2000.
25. Averill FJ, Hubbard WC, Proud D: Platelet activation in the lung after antigen challenge in a model of allergic asthma. Am Rev Respir Dis 1992; 145: 571-6.
26. Knauer AA, Lichtenstein IM, Adkinson FN: Platelet activation during antigen-induced airway reaction in asthmatic subjects. N Engl J Med 1981; 204: 1404-6.
27. Joseph M, Capron A, Ameisen JC: The receptor for IgE on blood platelets. Eur J Immunol 1986; 16: 306-2.
28. Mannaioni PF, Palmerani B, Pistelli A, et al.: Histamine release by platelet aggregation. Agents Actions 1990; 30: 44-8.
29. Tchórzewski H: Zapalenie – patofizjologia i klinika. Medpress, Warszawa, 1998.
30. Del-Maschio A, Corvazier E, Maillet F, et al.: Platelet-dependent induction and amplification of polymorphonuclear leucocyte lysosomal enzyme release. Br J Haematol 1989; 72 (3): 329-35.
31. Kotlinowska T: Zaburzenia agregacji płytek w chorobach atopowych. Pol Arch Med Wewn 1982; 68: 141-7.
32. MacLouf JA, Murphy RC: Transcellular metabolism of neutrofil -derived leukotriene A4 by human platelets. J Biol Chem 1988; 263: 174.
33. Randi ML, Rossi C, Fabris F, et al.: Atopic dermatitis and allergic diseases with thrombocytosis: a possible link. Ann Allergy Asthma Immun 1995; 75 (6 Pt 1): 530-2.
34. Ring J, Dorsch W: Altered releasability of vasoactive mediator secreting cells in atopic eczema. Acta Derm Venereol Suppl (Stockh), 1985; 114: 9-23.
35. Rossi EC: Platelets, thrombospondin, and atopic dermatitis (editorial, comment). Allergy Proc 1993; 14 (5), 357-361: 369-70.
36. Simon HU, Yousefi S, Weber M, et al.: Human peripheral blood eosinophils express and release interleukin-8. Int. Arch Allergy Immun 1995; 107 (1-3): 124-6.
37. Zurier RB: Lysosomes and dermatology. Int J Dermatol, 1977; 16: 727-35.
38. Casolaro V, Georas SN, Song Z, et al.: Biology and genetics of atopic disease. Curr Opin Immunol 1996; 8: 796-803.
39. Jakóbisiak M: Immunologia. Warszawa, 1995.
40. Ruzicka T, Ring J: Enhanced releasability of prostaglandin E2 and leukotrienes B4 and C4 from leukocytes of patients with atopic eczema. Acta Derm. Venereol (Stockh) 1987; 73: 469.
41. Stingl G, Maurer D: IgE mediated allergen presentation via Fc epsilon R1 on antigen-presenting cells. Int Arch Allergy Immunol 1997; 113: 24-9.
42. Joseph M, Capron A, Thorel T, et al.: Nedocromil sodium inhibits IgE-dependent activation of rat macrophages and platelets as measured by schistosome killing, chemiluminescence and enzyme release. Eur J Respir Dis Suppl 1986; 147: 220-2.
43. Kiriyama K, Sugiura H, Uehara M: Premenstrual Deterioration of Skin Symptoms in Female Patients with Atopic Dermatitis. Dermatology. Int J Clin Invest Dermatol 2003; 206 (2): 110-2.
44. Page CP, Sanyar S, Morley J: Platelet and asthma. Lancet, 1985; 346-7.
45. Crook M, Crawford N: Electrokinetic, analytical and functional heterogeneity of circulating human platelets: separation of subpopulations by continuous flow electrophoresis after taxol stabilization. Biochim Biophys Acta 1989; 30/1014 (1): 26-39.
46. Darius H, Michael-Hepp J, Thierauch KH, et al.: Inhibition of human platelets and polymorphonuclear neutrophils by the potent and metabolically stable prostaglandin D2 analog ZK 118.182. Eur. J. Pharmacol. 1994; 13/258 (3): 207-13.
47. Legieć C, Moszczyński P, Moszczyński PJ: Badania histochemiczne neutrofilów krwi obwodowej u chorych na atopowe zapalenie skóry. Przegl Dermatol 1986; (73) 4: 280-3.
48. Vashkinel VK: Ultrastrukturalnyje izmienienija lizosomalnovo apparata trombocytov czeloveka w patologiczeskich sostajanijach. Ultrastructural changes in lysosomal apparatus of human platelets in pathologic states. Gematol Transfuziol 1992; 37 (3): 10-5.

Praca finansowana przez Uniwersytet Medyczny w Łodzi w ramach działalności statutowej Nr 503-519-1.