eISSN: 2299-0046
ISSN: 1642-395X
Advances in Dermatology and Allergology/Postępy Dermatologii i Alergologii
Current issue Archive Manuscripts accepted About the journal Editorial board Reviewers Abstracting and indexing Subscription Contact Instructions for authors Publication charge Ethical standards and procedures
Editorial System
Submit your Manuscript
SCImago Journal & Country Rank
4/2004
vol. 21
 
Share:
Share:

Th1 and Th2 types cytokine production by the activated peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from atopic dermatitis patients – relationship to the clinical parameters and Staphylococcus aureus skin colonization

Anna Kędzierska
,
Monika Kapińska-Mrowiecka
,
Marzena Czubak-Macugowska
,
Jolanta Kaszuba-Zwoińska
,
Juliusz Pryjma

PDiA 2004; XXI, 4: 180–189
Online publish date: 2004/08/26
Article file
- Produkcja.pdf  [0.19 MB]
Get citation
 
 








Wprowadzenie
Atopowe zapalenie skóry (AZS) jest przewlekłą i nawrotową dermatozą zapalną, której towarzyszy wybitny świąd i charakterystyczny obraz zmian skórnych. W badaniach nad tym schorzeniem wskazywano na kluczową rolę limfocytów T CD4+ w nasileniu alergicznego stanu zapalnego skóry, a szczególnie na brak równowagi pomiędzy subpopulacjami limfocytów Th 1 i Th 2 [1, 2]. Charakterystyczna dla AZS jest przewaga funkcjonalna subpopulacji limfocytów Th2 CD4+ w ostrym okresie choroby. Zwiększona jest nie tylko produkcja cytokin promujących rozwój zapalenia alergicznego i nasilających wytwarzanie IgE, ale także ekspresja receptorów dla IL-4 i IL-5 na komórkach w ognisku chorobowym [3]. Zmiany profilu produkowanych cytokin w AZS zostały wykazane zarówno w odniesieniu do komórek krwi obwodowej [4–6], jak i lokalnie naciekających skórę [7].
W ostatnim czasie ukazały się prace podkreślające także znaczącą rolę cytokin Th2 w zwiększaniu podatności skóry chorych na AZS na czynniki infekcyjne [7, 8]. Najwięcej uwagi poświęcono kolonizacji zmian skórnych przez szczepy z gatunku Staphylococcus aureus i jej znaczeniu w patogenezie choroby [9]. U chorych na AZS gronkowce występują w 75–100% w obrębie zmian skórnych [10], a w 30–50% w obrębie skóry niezmienionej [11]. Szczepy z gatunku S. aureus podtrzymują alergiczny stan zapalny skóry w AZS, wydzielając egzotoksyny o aktywności superantygenów [12]. Superantygeny, w tym gronkowcowa enterotoksyna typu B (SEB), aktywują limfocyty T do produkcji licznych cytokin, w tym czynnika martwicy nowotworów (TNF), interleukiny 2 (IL-2),
IL-4, IL-5, IL-6 oraz interferonu-gamma (IFN-γ), które mogą nasilać stan zapalny skóry atopowej [13, 14]. Lin i wsp. [15], stosując barwienie cytoplazmatyczne wykazali, że limfocyty T CD4+ pacjentów chorych na AZS w hodowlach aktywowanych SEB, w przeciwieństwie do zdrowych dawców, produkowały znamiennie więcej
IL-4 niż IFN-γ. Campbell i wsp. [16] wykazali, że znamiennie obniżony odsetek limfocytów T CD2+ produkujących IFN-γ, jak i zredukowana wewnątrzkomórkowa synteza tej cytokiny po stymulacji SEB i zabitym szczepem gronkowca, korelowała ze stopniem nasilenia objawów klinicznych u dzieci chorych na AZS. Badania te potwierdziły wcześniejsze obserwacje Byrona i wsp. [17], którzy donieśli, że jednojądrzaste komórki krwi obwodowej (PBMCs) chorych w ostrej fazie klinicznego zaawansowania uwalniają w modelu in vitro mniej IFN-γ po aktywacji nieswoistym stymulatorem – fitohemaglutyniną (PHA), w porównaniu do stężeń tej cytokiny w grupie osób bez cech atopii.
W ostatnich badaniach Nomura i wsp. [7] oraz Ong i wsp. [8] wykazali, że konsekwencją obniżonej produkcji IFN-γ i TNF-α w skórze jest zwiększona podatność skóry chorych na AZS na infekcje S. aureus przy równoczesnym wzroście produkcji IL-4 i IL-13. W badaniach własnych [18] potwierdzono wcześniejsze obserwacje [19, 20], że gęstość kolonizacji skóry zmienionej przez S. aureus znamiennie koreluje z nasileniem objawów klinicznych wyrażonych wartością SCORAD.
Cel pracy
W tym kontekście interesująca wydawała się ocena produkcji cytokin Th1 i Th2 przez PBMCs u chorych na AZS różniących się między sobą gęstością kolonizacji przez S. aureus w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej oraz stanem klinicznym, jak również ocena tych parametrów u osób bez cech atopii. Przeprowadzono także analizę korelacji pomiędzy liczbą bakterii w obrębie zmian skórnych a parametrami zaawansowania klinicznego AZS (SCORAD index, IgE, ECP).
Materiał i metody
Pacjenci i grupa kontrolna

Badania przeprowadzono w grupie 37 chorych na atopowe zapalenie skóry (AZS) (20 kobiet i 17 mężczyzn) w wieku 6–62 lat (średnia 20,3±1,9) leczonych na Oddziale Dermatologii i Poradni Dermatologiczno-Alergologicznej Szpitala Specjalistycznego im. S. Żeromskiego w Krakowie. Charakterystykę kliniczną pacjentów przedstawiono w tab. 1. Rozpoznanie atopowego zapalenia skóry ustalano na podstawie kryteriów Hanifina i Rajki [21]. Do badań włączano chorych z wieloletnim przebiegiem AZS w okresie zaostrzenia choroby. U wszystkich chorych oceniano stan kliniczny metodą SCORAD [22]. Miejscowe objawy skórne oceniano na podstawie obecności rumienia, obrzęku, przeczosów, lichenizacji oraz suchości skóry w skali 0–3 w odniesieniu do każdego z objawów. Świąd i zaburzenia snu określano na podstawie skali subiektywnej oceny pacjenta 0–10 [23]. Chorzy w ciągu 2 tyg. poprzedzających badanie nie byli leczeni miejscowymi, doustnymi ani parenteralnymi preparatami kortykosteroidowymi, antybiotykami, ani poddawani immunoterapii. U 27% pacjentów całkowite stężenie IgE w surowicy było niższe niż 100 kU/l (śr.=30,3±5,6 kU/l), u pozostałych 73% wynosiło średnio 2 587,2±1 009 kU/l. Badaniem kolonizacji skóry zmienionej i niezmienionej przez S. aureus objęto wszystkich chorych na AZS. Ocenę odpowiedzi PBMCs na aktywację określonymi stymulatorami/mitogenami przeprowadzono ogółem u 42 osób, w tym u 29 chorych na AZS i u 13 osób bez cech atopii. Próbki krwi żylnej pobrano od 18 pacjentów z lekkim lub średnim stanem klinicznego zaawansowania (SCORAD; 21–59; śr.=42,7±2,1) i od 11 chorych będących w ciężkim stanie klinicznym (SCORAD; 60–84; śr.=67,9±2,0).
Badanym tłumaczono cel i przebieg badań. Od każdego chorego uzyskano pisemną zgodę na udział w badaniach.
Grupę kontrolną stanowiło 13 osób (8 kobiet i 5 mężczyzn) z ujemnym wywiadem w kierunku chorób atopowych. Średni wiek w tej grupie wynosił 39,4±2,4. W badanej grupie kontrolnej wartość średnia całkowitego stężenia IgE w surowicy krwi wynosiła 42,6±8,3 kU/l i u żadnej z osób nie przekroczyła 100 kU/l.
Pomiaru całkowitego stężenia IgE w surowicy dokonywano przy pomocy komercyjnego zestawu diagnostycznego UniCAP Total IgE fluoroenzymeimmunoassay (Pharmacia Diagnostic) wg zaleceń producenta. Zakres oznaczalności zastosowanych pomiarów dla próbek nierozcieńczonych wynosił 2–5 000 kU/l. Stężenie eozynofilowego białka kationowego (ECP) w surowicy mierzono z wykorzystaniem zestawu UniCAP ECP fluoroenzymeimmunoassay kits (Pharmacia&Upjohn) zgodnie z zaleceniami producenta. Dolna granica oznaczalności pomiarów wynosiła <0,5 mg/l. Do czasu wykonania pomiaru surowicę przechowywano w temp. –70oC.
Izolacja komórek jednojądrzastych z krwi obwodowej
PBMCs izolowano z 10 ml heparynizowanej krwi żylnej w gradiencie gęstości. Krew rozcieńczano zbuforowanym roztworem soli fizjologicznej (PBS), nawarstwiano na Ficoll-Paque (Pharmacia Biotech, Uppsala, Sweden) i wirowano przez 30 min w 400 x g w temp. 20oC. Komórki płukano w medium RPMI-1640, a następnie do dalszej analizy zawieszano w podłożu hodowlanym RPMI-1640 zawierającym 2 mM L-glutaminę i 10% płodową surowicę cielęcą, FCS (Gibco, Grand Island, N.Y.).
Hodowle komórkowe
Hodowle komórkowe prowadzono na 96-dołkowych płytkach hodowlanych (NUNC), w atmosferze wzbogaconej w CO2 (5%), w temp. 37oC. W każdym dołku umieszczano 0,2 ml zawiesiny PBMCs o gęstości 1,0x106/ml i dodawano różne aktywatory. Stosowano enterotoksynę gronkowcową typu B (SEB, superantygen) o stężeniu końcowym 0,1 mg/ml (Sigma, St. Louis, MO, USA), fitohemaglutyninę (PHA, mitogen) o stężeniu końcowym 2,5 mg/ml, Sigma) oraz mitogen szkarłatki (PWM) w rozcieńczeniu 1:100. Do próbek kontrolnych nie dodawano żadnego stymulatora. Hodowle prowadzono przez 24–96 godz. celem oznaczenia produkcji cytokin zgodnie z doniesieniami Yoshino i wsp. [6].
Produkcja cytokin
Pomiaru poziomu IFN-γ dokonywano po 96 godz. w supernatantach z hodowli PBMCs stymulowanych SEB i PHA metodą immunoenzymatyczną (ELISA) przy użyciu komercyjnego zestawu OptEIA Human IFN-γ Set kits (Becton Dickinson Biosciences Pharmingen, San Diego, CA), wg zaleceń producenta. Dolna granica czułości pomiarów wynosiła do 10 pg/ml. W supernatantach pochodzących z 48-godz. hodowli PBMCs aktywowanych SEB oznaczano IL-2, IL-4, IL-5, IL-10 i TNF-α przy pomocy zestawu Human Th1/Th2 Cytokine Cytometric Bead Array kits (Dickinson Biosciences Pharmingen, San Diego, CA), wg procedury podanej przez producenta. Próbki analizowano w cytometrze przepływowym FACScan (Becton Dickinson) w programie BD CellQuest Software. Wyniki ilościowego pomiaru oznaczanych cytokin analizowano w programie BD CBA Analysis Software. Krzywa standardowa dla każdej cytokiny mieściła się w zakresie stężeń 20–5 000 pg/ml.
Jakościowa i ilościowa ocena
kolonizacji skóry przez S. aureus

Materiał do badań bakteriologicznych pobierano zmodyfikowaną metodą Williamsona i Kligmana [24] co najmniej z 4 różnych obszarów skóry zmienionej (najczęściej z okolic zgięć łokciowych, dołów podkolanowych, grzbietowych powierzchni dłoni) oraz 2 obszarów skóry niezmienionej (okolica międzyłopatkowa i lędźwiowa), które będąc trudno dostępnymi dla chorego, stwarzają małe prawdopodobieństwo przeniesienia bakterii ze zmian skórnych. Na powierzchni skóry umieszczano jałowe szklane cylinderki o średnicy 2,5 cm i wstrzykiwano do nich
2,0 ml jałowy 0,9% roztwór soli fizjologicznej. Skórę pocierano następnie szklaną bagietką, a płyn aspirowano.
W celu ilościowej oceny S. aureus w popłuczynach uzyskiwanych ze skóry zmienionej i niezmienionej próbki posiewano w kolejnych dziesiętnych rozcieńczeniach na płytki z podłożem agarowym, z dodatkiem 5% krwi baraniej (Oxoid, Hanpshire, UK). Hodowle inkubowano przez 24 godz. w temp. 37oC. Gęstość kolonizacji skórnej określano liczbą colony forming unit (cfu), co pozwoliło na określenie liczby żywych bakterii w przeliczeniu na 1 cm2 badanej powierzchni skóry. Uzyskane wartości analizowano po przekształceniu log10.
Identyfikację bakterii przeprowadzano przy pomocy standardowych technik laboratoryjnych na podstawie morfologii kolonii, testów na obecność koagulazy, czynnika zlepiającego clumping factor i potwierdzano w teście Slidex Staph kit (BioMerieux SA, Marcy-l Etoile, France).
Analiza statystyczna
Analizę statystyczną wykonano przy pomocy programu Statistica 5,0 for Windows 95. W przypadku analizy zmian ilościowych flory bakteryjnej skóry zastosowano przekształcenie logarytmiczne dziesiętne danych. Dla wszystkich danych empirycznych wyznaczano wartości średniej arytmetycznej oraz błąd standardowy średnich rozpatrywanych cech (±SE). Do weryfikacji hipotez o równości średnich arytmetycznych zastosowano test t-Studenta dla zmiennych niezależnych. Analizę korelacji prowadzono przy pomocy testów korelacji Pearsona i Spearmana w zależności od normalności rozkładu i oczekiwanego charakteru zależności. Poziom znamienności ustalono na P=0,05.
Wyniki
Analiza związku intensywności
kolonizacji bakteryjnej i stanu klinicznego

Badanie materiału uzyskanego z wypłukiwania skóry (patrz Materiał i metody) wykazało obecność S. aureus u 91,9% chorych, w obrębie zmian skórnych oraz u 62,2%, zarówno w obrębie skóry chorobowo zmienionej, jak i niezmienionej. Wykazano także statystycznie istotną różnicę (P<0,05) pomiędzy skórą zmienioną chorobowo i skórą niezmienioną w zakresie średniej gęstości bakterii na 1 cm2 (tab. 2.). Nie zaobserwowano natomiast znamiennych różnic w częstości występowania S. aureus na skórze zmienionej i niezmienionej, między osobami dorosłymi a dziećmi (tab. 3.).
Ocena średniej, wyjściowej gęstości kolonizacji (infekcji) w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej przez S. aureus u każdego pacjenta umożliwiła wyodrębnienie trzech grup chorych. Jako kryterium podziału przyjęto różny stopień nasilenia kolonizacji gronkowcem w miejscach, z których pobierano materiał (grupy I i II) lub jej brak (grupa III). Podstawową charakterystykę chorych i różnice między analizowanymi grupami przedstawiono w tab. 4. Wyniki analizy korelacji pomiędzy gęstością S. aureus (log10) w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej a stopniem zaawansowania klinicznego (SCORAD index) przedstawiono w tab. 5. Wartość współczynnika korelacji R w teście korelacji Spearmana wynosiła dla skóry zmienionej chorobowo 0,74; p<0,001, a dla skóry niezmienionej 0,46; p=0,03, a zatem dodatnią korelację między gęstością kolonizacji bakteryjnej skóry (log10) a SCORAD index wykazano również w odniesieniu do skóry chorobowo niezmienionej (tab. 5.).
Produkcja cytokin o profilu Th1
przez limfocyty T krwi obwodowej
po stymulacji SEB, PHA lub PWM
Produkcja IFN-γ w supernatantach z hodowli PBMCs stymulowanych SEB była znamiennie niższa u 29 chorych na AZS – niezależnie od wyjściowej intensywności kolonizacji bakteryjnej skóry zmienionej i miejsc niezmienionych oraz stanu klinicznego – w porównaniu do stężeń tej cytokiny w grupie osób zdrowych. Limfocyty T krwi obwodowej, stymulowane fitohemaglutyniną (PHA), produkowały znamiennie mniej IFN-γ jedynie u chorych z wysoką gęstością S. aureus w skórze zmienionej. Po stymulacji PBMCs mitogenem szkarłatki (PWM) nie wykazano znamiennych różnic dla stężeń interferonu między chorymi na AZS a grupą kontrolną (ryc. 1a., tab. 6.). Wykazana ponadto statystycznie znamiennie obniżona, w porównaniu do kontroli, produkcja TNF-αu chorych na AZS
(1 467,2±2 270,9±348 pg/ml; P<0,05) dotyczyła w szczególności pacjentów z gęstością kolonizacji S. aureus w zakresie log 7,14–8,41 w obrębie skóry zmienionej
i log 5,48–7,97 w obrębie skóry niezmienionej. U chorych na AZS z wysokim SCORAD index (zakres 60–84) produkcja TNF-αnie różniła się znamiennie w porównaniu z grupą kontrolną (tab. 6.).
Produkcja IL-2 w supernatantach – pochodzących z hodowli limfocytów T krwi obwodowej chorych na AZS – nie różniła się znamiennie od stężeń w grupie kontrolnej. Różnice znamienne statystycznie wykazano pomiędzy chorymi na AZS – z nasiloną kolonizacją bakteryjną, niezależnie od jej lokalizacji, i wysokim klinicznym współczynnikiem SCORAD – a pacjentami, u których liczba bakterii w obrębie skóry zmienionej (log 3,57–6,99) i niezmienionej (log 3,13–5,02) była niska (P<0,05 i P<0,01, ryc. 1a.).
Związek pomiędzy stanem zaawansowania
klinicznego a produkcją IFN-γ

PBMCs izolowane od chorych z AZS charakteryzowała obniżona zdolność do produkcji IFN-γ in vitro w następstwie stymulacji SEB i PHA w porównaniu do osób bez atopii. Wykazano statystycznie znamiennie ujemną korelację między zmniejszoną produkcją interferonu a zaawansowaniem klinicznym AZS w okresie zaostrzenia wyrażonym jako SCORAD index (ryc. 2. i ryc. 3.). U chorych na AZS, wykazujących kolonizację S. aureus jedynie w obrębie skóry zmienionej, nie stwierdzono statystycznie istotnej korelacji pomiędzy produkcją TNF-g a ilością bakterii. Natomiast u chorych na AZS, u których kolonizacja (infekcja) gronkowcem występowała równolegle na skórze atopowo zmienionej i niezmienionej (R=-0,46; P=0,04) wykazano dodatnią korelację między produkcją IFN-γ a ilością bakterii kolonizujących skórę (tab. 5.).
Produkcja cytokin Th2
przez PBMCs po stymulacji SEB

Produkcja IL-4, IL-5 i IL-10 nie różniła się znamiennie u chorych na AZS, w porównaniu do osób z grupy kontrolnej. Wyjątek stanowiło znamiennie podwyższone stężenie IL-10 u 8 pacjentów z niską gęstością kolonizacji bakteryjnej skóry niezmienionej w porównaniu z grupą kontrolną (2 719±661 pg/ml vs 927±145 pg/ml; P<0,01) oraz z chorymi na AZS (n=10) z nasiloną kolonizacją gronkowcem w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej
(2 719±661 pg/ml vs 1 040±295 pg/ml; P<0,05).
Wykazano ponadto, że produkcja IL-5 w hodowlach PBMCs izolowanych od chorych na AZS znamiennie korelowała ze stężeniem eozynofilowego białka kationowego uwalnianego z eozynofilów (R=0,52; P<0,01; ryc. 3.). Nie wykazano natomiast statystycznie znamiennej korelacji pomiędzy produkcją IL-4 a poziomem całkowitego IgE w surowicy (R=0,29; P>0,05).
Wnioski
1. Obecność i intensywność kolonizacji skóry chorych na AZS przez S. aureus ma związek z nasileniem objawów chorobowych.
2. Gęstość kolonizacji w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej chorobowo ma wpływ na odpowiedź limfocytów T aktywowanych SEB.
3. Statystycznie znamiennie obniżona korelacja pomiędzy zmniejszoną produkcją IFN-γ a zaawansowaniem klinicznym AZS w okresie zaostrzenia objawów AZS wskazuje, że obserwowana zależność odzwierciedla przede wszystkim status kliniczny chorych na AZS.
Dyskusja
Badania klonów limfocytów T u chorych na AZS wskazują, iż pobudzenie subpopulacji limfocytów T pomocniczych (Th) prowadzi do wytwarzania cytokin mających istotny udział w patogenezie AZS [25]. Wg niektórych autorów egzotoksyny gronkowcowe, obok ich działania jako superantygeny, mogą w przypadku chorych na AZS pełnić także rolę alergenów [26]. Nasze badania pozwoliły wykazać, że w okresie zaostrzenia choroby kolonizacja (infekcja) zmian skórnych miała miejsce u 92% chorych z AZS, jednak nie była ona jednorodna. U części z nich wykazano wysoką kolonizację bakteryjną we wszystkich lub tylko w niektórych lokalizacjach zmian skórnych (67%), u pozostałych była ona niska we wszystkich miejscach zapalnie zmienionych (33%). Potwierdzono również wcześniejsze obserwacje, że ilość drobnoustrojów izolowana z cm2 skóry zmienionej i niezmienionej koreluje z zaawansowaniem objawów klinicznych wyrażonym wartością SCORAD [18, 19].
Podjęte badania zmierzały do ustalenia, na ile różnice w gęstości kolonizacji bakteryjnej pomiędzy chorymi na AZS różnią pacjentów pod względem produkcji cytokin Th1 i Th2 przez limfocyty T krwi obwodowej in vitro po ich stymulacji superantygenem (SEB) lub mitogenami (PHA, PWM). Zważywszy, że szczepy S. aureus izolowane ze skóry chorych na AZS w ok. 60% wytwarzają superantygen(y) [9, 19], zastosowanie SEB jako swoistego aktywatora stanowi właściwy układ do badania PBMCs. Obserwacjami po raz pierwszy objęto nie tylko chorych, u których kolonizacja gronkowcem występowała w obrębie skóry zmienionej, ale również grupę pacjentów z równoległą kolonizacją skóry niezmienionej (miejsc kontrolnych). Nasze badania wykazały, że nasilenie stanu klinicznego pacjentów z AZS koreluje ze znamiennie obniżoną produkcją IFN-γ w porównaniu do osób zdrowych. Wprawdzie zbliżoną obserwację poczynili już Campbell i wsp. [16] oraz Byron i wsp. [17], ale w niniejszej pracy udało się wykazać tę zależność nie tylko po stymulacji PBMCs in vitro SEB, lecz również po aktywacji nieswoistym stymulatorem – fitohemaglutyniną. Statystycznie znamiennie obniżona produkcja interferonu u chorych na AZS występowała niezależnie od intensywności kolonizacji przez S. aureus skóry zmienionej i niezmienionej oraz w grupie 10 chorych, u których nie wykazano obecności bakterii w miejscach atopowo zmienionych. Obserwacja ta potwierdza tezę, iż upośledzenie syntezy IFN-γ jest jedną z przyczyn zaburzonej odporności na obecny na skórze szczep gronkowca, co prowadzi do kolonizacji skóry przez tę bakterię [7, 8, 27]. Ostatnio Nomura i wsp. [7] stwierdzili obniżoną ekspresję genów dla czynników przeciwbakteryjnych w skórze, jako wynik lokalnej nadprodukcji cytokin Th2 (IL-4, IL-13) i obniżonego poziomu cytokin prozapalnych, jak TNF-a, IFN-γ i IL-1b. Wykazany w układzie in vitro prawdopodobny mechanizm tego zjawiska polega na inhibicyjnym oddziaływaniu w skórze IL-4 i IL-13 na TNF-αi IFN-γ jako potencjalnych induktorów ludzkich b-defensyn, w tym HBD-3. Campbell i wsp. [16] twierdzą, że znamienne obniżenie produkcji IFN-γ u chorych na AZS jest wynikiem równoczesnego upośledzenia produkcji tej cytokiny przez pojedyncze komórki i całe populacje komórek, zdolnych do jej wytwarzania. Jednocześnie wykazaliśmy, że produkcja IFN-γ w 96-godzinnych hodowlach PBMCs ujemnie koreluje z gęstością szczepów S. aureus, kolonizujących skórę niezmienioną w grupie 23 chorych na AZS, choć podobnych zależności nie stwierdzono w odniesieniu do intensywności kolonizacji w obrębie skóry zmienionej. Uzyskane przez autorów niniejszej pracy wyniki sugerują jednak, że obniżona produkcja IFN-γ odzwierciedla przede wszystkim status kliniczny chorych na AZS, chociaż gęstość kolonizacji S. aureus w obrębie skóry zmienionej i niezmienionej u chorych na AZS ma wpływ na odpowiedź limfocytów T, aktywowanych SEB.
Dalsze obserwacje pozwalają wykazać, w populacji badanych chorych, przesunięcie w kierunku profilu cytokinowego Th2, związane nie tylko z obniżoną produkcją IFN-γ , ale również TNF-α [25]. Znamiennie niższą produkcję TNF-α u chorych z AZS, w porównaniu do osób bez atopii, wykazywali już Takahashi i wsp. [4]. W naszej grupie znamiennie niska produkcja TNF-α dotyczyła pacjentów z wysoką kolonizacją bakteryjną, zarówno w obrębie skóry zmienionej, jak i niezmienionej. W przeciwieństwie do uprzednich analiz nie wykazaliśmy dodatniej znamiennej korelacji pomiędzy IFN-γ a TNF-a.
W badanej grupie chorych nie potwierdzono znamiennych różnic w produkcji IL-2 przez limfocyty T krwi obwodowej u chorych na AZS w porównaniu do kontroli. Wykazano jednak znamienne różnice w poziomie IL-2 między grupami z wysoką kolonizacją skóry zmienionej i niezmienionej oraz wysoką wartością indeksu SCORAD, a pacjentami z niską ilością bakterii i ze słabo nasilonymi zmianami klinicznymi. Obserwacje autorów pozostają zgodne z doniesieniem Kapp i wsp. [28], którzy wykazali, że zdolność do produkcji IL-2 przez limfocyty izolowane z krwi obwodowej odwrotnie koreluje z klinicznym nasileniem atopowego zapalenia skóry. W tych samych badaniach wykazano znamiennie wyższe poziomy receptora dla IL-2 (IL-2R) w surowicy pacjentów z AZS. Ostatnio Yoshino i wsp. [6] opisali u chorych z wysokim klinicznym SCORAD obniżoną reaktywność PBMCs na SEB, tłumacząc ją zwiększoną apoptozą aktywowanych limfocytów T. Konig i wsp. [29] sugerują, że zahamowana proliferacja PBMCs chorych na AZS spowodowana jest zahamowaną ekspresją IL-2 w stymulowanych przez SEB limfocytach T. W badaniach własnych [18] wykazano znamiennie wyższy odsetek apoptotycznych limfocytów T aktywowanych SEB u pacjentów z wysoką kolonizacją bakteryjną i wysokim klinicznym SCORAD, przy równocześnie znamiennie obniżonej produkcji IL-2.
W niniejszej pracy nie wykazano znamiennych różnic pomiędzy chorymi na AZS i grupą kontrolną pod względem produkcji cytokin o profilu Th2 (IL-4, IL-5) przez PBMCs w odpowiedzi na stymulację SEB. Podobne obserwacje poczynili uprzednio Aleksza i wsp. [30]. Yoshino i wsp. [6] wykazali, że PBMCs od pacjentów z niską wartością indeksu SCORAD charakteryzowała znamiennie niższą produkcja IL-4 w porównaniu z grupą kontrolną, podczas gdy u chorych z wysokim SCORAD poziom tej cytokiny nie różnił się od grupy kontrolnej. Ostatnie badania Heaton i wsp. [14] wskazują na rolę gronkowcowej enterotoksyny B w wybiórczej stymulacji produkcji IL-5 przez PBMCs izolowanych od osób zarówno z objawami atopowego zapalenia skóry, jak i astmy atopowej. Wykazana przez nas znamiennie dodatnia korelacja między produkcją IL-5 in vitro a stężeniem ECP w surowicy pacjentów atopowych promuje obserwacje Wedi i wsp. [31], że autokrynna produkcja IL-5 przez eozynofile wydłuża okres przeżycia tych komórek. W rzeczywistości wydzielanie cytokin przez zaktywowane przez SEB limfocyty T ściśle zależy od wzajemnych interakcji limfocyt T-monocyt, podobnie, jak wykazany udział innych niż limfocyty T CD4+ komórek w produkcji cytokin w hodowlach stymulowanych SEB [16, 25].
Piśmiennictwo
1. Akdis CA, Akdis M, Trautmann A, et al.: Immune regulation in atopic dermatitis. Curr Opin Immunol, 2000, 12: 641-6.
2. Galli E, Cicconi R, Rossi P, et al.: Atopic dermatitis: molecular mechanism, clinical aspects and new therapeutical approaches. Curr Mol Med 2003, 3: 127-38.
3. Taha RA, Leung DYM, Boguniewicz M, et al.: IL-4 and IL-5 receptor mRNA expression in acute and chronic atopic dermatitis. J Allergy Clin Immunol 1997, 99: 331-8.
4. Takahashi T, Sasaki Y, Hama K, et al.: Production of IL-4, IL-2, IFN-γamma, and TNF-alpha by peripheral blood mononuclear cells of patients with atopic dermatitis. J Dermatol Sci 1992, 3: 172-80.
5. Koning B, Neuber K, Koning W: Responsiveness of peripheral blood mononuclear cells from normal and atopic donors to microbial superantigens. Int Arch Allergy Immunol 1995, 106: 124-33.
6. Yoshino T, Asada H, Sano S, et al.: Impaired responses of peripheral blood mononuclear cells to staphylococcal superantigen in patients with severe atopic dermatitis: a role of T cell apoptosis. J Invest Dermatol 2000, 114: 281-8.
7. Nomura I, Goleva E, Howell MD, et al.: Cytokine milieu of atopic dermatitis, as compared to psoriasis, skin prevents induction of innate immune response genes. J Immunol 2003, 171: 3262-9.
8. Ong PY, Ohtake T, Brandt C, et al.: Endogenous antimicrobial peptides and skin infections in atopic dermatitis. N Engl J Med 2002 347: 1151-60.
9. Leung DYM: Infection in atopic dermatitis. Curr Opin Pediatr 2003 15: 399-404.
10. Abeck D, Mempel M: Staphylococcus aureus colonization in atopic dermatitis and its therapeutic implications. Br J Dermatol 1998, 139: 13-6.
11. Goh CL, Wong JS, Giam YC: Skin colonization of Staphylococcus aureus in atopic dermatitis patients seen at the National Skin Centre, Singapore. Int J Dermatol 1997, 36: 653-7.
12. Kotzin BL, Leung DYM, Kappler J, et al.: Superantigens and human disease. Adv Immunol 1993, 54: 99-166.
13. Sperber K, Silverstein L, Brusco C, et al.: Cytokine secretion induced superantigens in peripheral blood mononuclear cells, lamina propria lymphocytes, and intraepithelial lymphocytes. Clin Diag Lab Immunol 1995, 2: 473-7.
14. Heaton T, Mallon D, Venaille T, et al.: Staphylococcal enterotoxin induced IL-5 stimulation as a cofactor in the pathogenesis of atopic disease: the hygiene hypothesis in reverse? Allergy 2003, 58: 252-6.
15. Lin YT, Wang CT, Hsu CT, et al.: Differential susceptibility to staphylococcal superantigen (SsAg)-induced apoptosis of CD4+ T cells from atopic dermatitis patients and healthy subjects: the inhibitory effect of IL-4 on SsAg-induced apoptosis.
J Immunol 2003, 171: 1102-8.
16. Campbell DE, Fryga AS, Bol S, et al.: Intracellular interferon- -gamma (IFN-γ) production in normal children and children with atopic dermatitis. Clin Exp Immunol 1999, 115: 377-82.
17. Byron KA, Liberatos S, Varigos GA, et al.: Interferon-gamma production in atopic dermatitis: a role for prostaglandins? Int Arch Allergy Immunol 1992, 99: 50-5.
18. Kędzierska A, Kaszuba-Zwoińska J, Kapińska-Mrowiecka M, et al.: SEB-induced T-cells apoptosis in atopic patients – correlation to the clinical status and skin colonization with Staphylococcus aureus. Arch Immun Ther Exp, 2004 (w druku).
19. Capoluongo E, Giglio A, Lavieri MM, et al.: Genotypic and phenotypic characterization of Staphylococcus strains isolated in subjects with atopic dermatitis. Higher prevalence of exfoliative B toxin production in lesional strains and correlation between the markers of disease intensity and colonization density. J Dermatol Sci 2001, 26: 145-55.
20. Adamek-Guzik T, Guzik T, Czerniawska-Mysik G i wsp.: Wpływ leczenia atopowego zapalenia skóry na stopień kolonizacji przez Staphylococcus aureus. Przegl Lek 2002, 58: 1029-33.
21. Hanifin JM., Rajka G: Diagnostic features of atopic dermatitis. Acta Derm Venereol (Suppl) 1980, 92: 44-7.
22. European Task Force on Attopic Dermatitis: Severity scorning of atopic dermatitis: the SCORAD index. Consensus report. Dermatology 1993, 186: 23-31.
23. Hanifin JM: Standardized grading of subjects for clinical research studies in atopic dermatitis: workshop report. Acta Dermato Venerol (Suppl) 1989, 144: 28-30.
24. Williamson P, Kligman A: A new method for the quantitative investigation of cutaneous bacteria. J Invest Dermatol 1965, 45: 498-503.
25. Akdis M, Trautmann A, Klunker S, et al.: Cytokine network and dysregulated apoptosis in atopic dermatitis. Acta Odontol Scand 2001, 59: 178-82.
26. Zollner TM, Wichelhaus TA, Hartung A, et al.: Colonization with superantigen-producing Staphylococcus aureus is associated with increased severity of atopic dermatitis. Clin Exp Allergy 2000, 30: 994-1000.
27. Campbell DE, Kemp AS. Cell mediated immunity to Staphylococcus aureus in Childhood atopic dermatitis. J Allergy Clin Immunol 1997, 99: 263-9.
28. Kapp A, Neuner P, Kurtmann J, et al.: Production of interleukin-2 by mononuclear cells in vitro in patients with atopic dermatitis and psoriasis – comparison with serum interleukin 2 receptor levels. Acta Derm Venereol 1991, 71: 403-6.
29. Konig B, Neuber K, Konig W: Responsiveness of peripheral blood mononuclear cells from normal and atopic donors to microbial superantigens. Int Arch Allergy Immunol 1995, 106: 124-33.
30. Aleksza M, Lukacs A, Antal-Szalmas P., et al.: Increased frequency of intracellular interleukin (IL) – 13 and IL-10, but not IL-4, expressing CD4+ and CD8+ peripheral T cells of patients with atopic dermatitis. Br J Dermatol, 2002, 147: 1135-41.
31. Wedi B, Raap U, Lewrick H, et al.: Delayed eosinophil programmed cell death in vitro: A common feature of inhalant allergy and extrinsic and intrinsic atopic dermatitis. J Allergy Clin Immunol 1997, 100: 536-43.

Copyright: © 2004 Termedia Sp. z o. o. This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International (CC BY-NC-SA 4.0) License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/), allowing third parties to copy and redistribute the material in any medium or format and to remix, transform, and build upon the material, provided the original work is properly cited and states its license.
Quick links
© 2024 Termedia Sp. z o.o.
Developed by Bentus.