Microsatellite instability in breast carcinoma

Wstęp
Rak piersi
Rak piersi jest jednym z najczęstszych i najgroźniejszych nowotworów złośliwych u kobiet. W Polsce rak piersi, stanowiąc ok. 12% wszystkich zachorowań na nowotwory, ciągle lokuje się na pierwszym miejscu wśród zachorowań na nowotwory w populacji żeńskiej i utrzymuje się również na pierwszym miejscu jako przyczyna zgonów [1, 2]. Częstość zachorowań na nowotwory złośliwe piersi gwałtownie wzrasta po 35. roku życia, a w ogólnej liczbie zachorowań na raka piersi prawie 30% dotyczyło kobiet w wieku przedmenopauzalnym, natomiast pozostałe 70% kobiet w wieku pomenopauzalnym. Rak sutka u kobiet przed 30. rokiem życia występuje rzadko [1].
Należy pamiętać, że nie każdy guz wykryty w piersi jest rakiem, tj. nowotworem złośliwym. Na jeden nowotwór złośliwy przypada 10 innych łagodnych i niegroźnych. Na 10 kobiet, u których stwierdzono raka piersi, przy obecnym stanie wiedzy i technik leczniczych, na świecie 6–7 może być leczonych bez mastektomii, czyli bez usunięcia gruczołu sutkowego, a dla 3 lub 4 przyczyną śmierci będzie inna choroba niż rak.
Każda kobieta, która odkryje zgrubienie w piersi powinna bez najmniejszego zwlekania zgłosić się do lekarza i rozpocząć niezbędne działania diagnostyczne. W większości przypadków zauważona zmiana w piersi nie okaże się rakiem, jednak jeśli będzie to nowotwór złośliwy, to szybkie rozpoczęcie diagnozowania i leczenia znacznie zwiększa prawdopodobieństwo wyleczenia [3].
Szybkość postępu raka i tworzenie przerzutów stanowi wypadkową pomiędzy jego złośliwością a odpowiedzią immunologiczną organizmu. Guz pierwotny u ponad 50% chorych umiejscowiony jest w górno-zewnętrznym kwadrancie sutka. Pierwszym etapem rozprzestrzeniania się nowotworu są przerzuty do węzłów chłonnych. Guzy z bocznych kwadrantów sutka dają przerzuty częściej do węzłów pachowych, a guzy położone przyśrodkowo tworzą także przerzuty w węzłach zamostkowych. Natomiast przerzuty do węzłów nadobojczykowych powstają późno, zazwyczaj po zajęciu węzłów pachowych. Przerzuty odległe, do których dochodzi drogą krwi powstają najczęściej w kościach, płucach, wątrobie i mózgu [1, 2].
Wiedza o przyczynach raka piersi może znacznie zwiększyć szansę uniknięcia tej choroby przez podejmowanie odpowiednich decyzji. Nie wszyscy ludzie w jednakowy sposób są zagrożeni zachorowaniem na raka, w tym także na raka piersi. Na większą lub mniejszą podatność na tę chorobę ma wpływ wiele czynników. Główne czynniki ryzyka zachorowania na raka piersi przedstawiono w tab. I.

Najczęściej mamy do czynienia z rakami nienaciekającymi, przedinwazyjnymi (in situ), które stanowią ok. 15% wszystkich raków piersi oraz z rakami naciekającymi, które stanowią ok. 85% wszystkich raków piersi. Nowotwory te naciekają podścieliska oraz dają przerzuty naczyniami chłonnymi i krwionośnymi. Niekiedy młode kobiety wykrywają w swoich piersiach guzki, które je niepokoją, jednak wykrycie guzka nie zawsze musi oznaczać zmianę o charakterze nowotworu złośliwego.
Dziedziczny rak piersi
Fakt występowania rodzinnej, dziedziczonej autosomalnie dominująco predyspozycji do raka piersi skłoniło do prowadzenia badań genetycznych dotyczących tzw. sprzężeń pomiędzy występowaniem określonych markerów genetycznych (fragmentów polimorficznych DNA) a pojawieniem się choroby nowotworowej sutka lub jajnika u członków tych rodzin. Intensywne badania tej stosunkowo niewielkiej grupy rodzin z dziedziczną predyspozycją do raka piersi doprowadziły do ważnych odkryć, dotyczących podłoża genetycznego tej choroby.
Obecnie uważa się, że mutacje genu BRCA1 występują w 75% rodzin, w których występują zarówno raki sutka, jak i raki jajnika oraz w 50% rodzin, w których występuje wyłącznie rak sutka [1, 2].
Geny BRCA1 i BRCA2 są genami supresorowymi. Produkt białkowy BRCA1, indukowany przez estrogeny, pojawia się w późnej fazie G1 i osiąga szczyt ekspresji w fazie S, a jego regulatorem są kinazy zależne od cyklin, pomimo tego hamuje on proliferację komórek. Ekspresja białka BRCA1 jest szczególnie silna w okresie pokwitania i ciąży [4, 5]. Biologiczna rola BRCA2 chociaż mniej poznana jest podobna do roli BRCA1.
Niedawno nastąpił rozwój testów laboratoryjnych, umożliwiających wykrycie genetycznych predyspozycji do rozwoju raka piersi. Wprowadzenie tych badań na szeroką skalę będzie miało znaczący wpływ na dotychczasową profilaktykę onkologiczną, zmierzającą do wczesnego wykrywania i leczenia tego nowotworu.
Najważniejszym efektem badań molekularnych rodzin z genetyczną predyspozycją do raka piersi jest wyłonienie osób wysokiego ryzyka, u których dzięki systematycznym badaniom profilaktycznym będzie można wykrywać wczesne postacie raka.
Zwiększona zachorowalność na nowotwory złośliwe występuje, m.in. nie tylko u homozygotycznych, lecz także u heterozygotycznych nosicieli defektów różnych genów, kontrolujących naprawę uszkodzonego DNA i chromosomów. Wiedza o naturze i lokalizacji tych genów jest nadal – z nielicznymi wyjątkami – bardzo ograniczona; z analiz skuteczności naprawy DNA i chromosomów po napromienianiu lub poddaniu komórek działaniu czynników mutagennych wynika jednak, że częstość heterozygotycznego nosicielstwa takich defektów, warunkujących kilkukrotny wzrost ryzyka zachorowania może sięgać od 10–20%.
Czynniki prognostyczne
Zasadniczym kryterium prognostycznym w raku piersi jest zaawansowanie wg klasyfikacji TNM. Najsilniejszym czynnikiem rokowniczym jest stan regionalnych węzłów chłonnych [6]. Wielkość guza jest ściśle związana z prawdopodobieństwem wystąpienia wznowy guza, obecnością przerzutów do węzłów chłonnych i zgonu. Cechą korzystną rokowniczo jest obecność receptorów estrogenowych i progesteronowych. Do innych czynników należy typ histologiczny, stopień złośliwości histologicznej wg skali Richardsona-Blooma. Żaden czynnik, zarówno rozpatrywany pojedynczo, jak i w powiązaniu z innymi nie jest w stanie dokładnie określić przebiegu choroby. W badaniach klinicznych ocenia się także inne czynniki, o różnej wartości rokowniczej: EGFR, c-erbB-2, c-myc, ps2, p53, MDR-1, BRCA-1, BRCA-2, markery aktywności proliferacyjnej guza: indeks mitotyczny (MI), indeks znakowanej tymidyny (TLI), frakcja komórek w fazie S (SPF), PCNA, Ki-67, ploidia DNA, markery angiogenezy, markery wysokiego ryzyka przerzutowania: katepsyna-D, nm-23, aktywator plazminogenu (UPA) [7].
Kancerogeneza raka piersi jest procesem nie w pełni wyjaśnionym, ze względu na różnorodność wymienionych już wcześniej czynników, mogących jej sprzyjać. Powstanie nowotworu jest procesem wieloetapowym. Czynniki rakotwórcze oddziaływujące na nasz organizm przeważnie nie wywołują bezpośrednio rozwoju nowotworu, ale indukują powstanie endogennych czynników pośrednich, którymi są często wolne rodniki tlenowe lub utlenowane przez nie związki. Dopiero one mogą uszkadzać DNA i wywoływać mutacje punktowe lub chromosomowe. Niektóre spośród tych mutacji prowadzą do transformacji nowotworowej dotkniętej nimi komórki i w efekcie do powstania nowotworu. Na każdym z tych etapów działają naturalne czynniki antykancerogenne endogenne lub egzogenne (np. witaminy A, C, E, glutation, enzymy wymiatające wolne rodniki i naprawcze struktury DNA).
Niestabilność mikrosatelitarna
Sekwencje mikrosatelitarne są to krótkie, powtarzające się sekwencje nukleotydów, rozsiane w warunkach prawidłowych w całym genomie. W genomie Eukaryota występują powtórzenia jedno-, dwu-, trzy- i czteronukleotydowe. Ponad 90% przebadanych dotychczas sekwencji mikrosatelitarnych od mononukleotydów do tetranukleotydów wykazuje polimorfizm. W genomie człowieka najczęściej występuje 5 grup powtórzeń, przy czym A>AC>AAAB> AAB>AG (B oznacza cytozynę, guaninę lub tymidynę). Te 5 grup stanowi 76% wszystkich sekwencji mikrosatelitarnych. Około 12% tych sekwencji stanowią tandemy długości równej lub większej niż 40 nukleotydów. Najczęściej w genomie człowieka występuje powtórzenie dwunukleotydu (CA)n/(GT) n, potocznie określane powtórzeniem CA. W genomie człowieka występuje ok. 50–100 tys. sekwencji powtórzonych CA i pojawiają się one średnio co 30 kpz w euchromatynie. Powtórzenia CA mogą być wyszukane w znanych sekwencjach genomu dzięki przeszukaniu bibliotek krótkich sekwencji sondami poli(dC:dA)/poli(dG:dT).
W genomie komórek rakowych, w tym raka piersi, wykryto zaburzenia w sekwencjach mikrosatelitarnych [8]. Za zmiany te, określane mianem niestabilności sekwencji mikrosatelitarnych (MSI – microsatellite instability) jest odpowiedzialny uogólniony defekt mechanizmów, odpowiadających za wierność replikacji DNA lub za poreplikacyjną naprawę DNA [8]. Defekty tego typu pojawiają się w wyniku mutacji genów mutatorowych MMR (Mismatch Repair), biorących udział w naprawie nieprawidłowo sparowanych zasad DNA oraz zasad niesparowanych, powstających wskutek insercji lub delecji (tab. II) [9]. Sekwencje mikrosatelitarne są szczególnie podatne na błędy w replikacji i zaburzenia wykryte w ich obrębie są markerem zahamowania czynności genów mutatorowych. Do tej pory wykryto mutacje w następujących genach: hMSH2, hMLH1, hPMS1 i hPMS2 [10, 11]. Najczęściej występują one w genie hMLH1 [12–15].
Gen hMLH1 (ang. Human mutL E. Coli MLH1 S. Cerevisiae homologue) został zlokalizowany na chromosomie 3p21. Jest on homologiczny do genu mutL bakterii, który koduje białko o długości 756 aminokwasów, wykazujące 41% homologii z produktem genu yMLH1 drożdży (13 aminokwasów C-końcowych jest identycznych). Gen hMLH1 składa się z 19 eksonów i obejmuje bez regionu promotora ok. 58 kpz (długość cDNA 2484 pz). W naprawie poreplikacyjnej błędnie sparowanych zasad białko MLH1 oddziałuje wspólnie z produktem genu hMSH2.

W wyniku mutacji germinalnych dochodzi do uszkodzenia jednego allelu odpowiedniego genu mutatorowego. Jeden prawidłowy allel może spełniać funkcje naprawcze. Osoby, u których doszło do mutacji jednego allelu odpowiedniego genu mutatorowego są heterozygotami i nie chorują na raka. Dopiero kiedy druga mutacja somatyczna doprowadzi do inaktywacji jedynego prawidłowo funkcjonującego allelu, komórka która wcześniej skumulowała mutacje innych onkogenów i antyonkogenów staje się komórką nowotworową. Raki z mutacjami genów mutatorowych mają podobne cechy biologiczne. Stwierdza się w nich nieliczne aberracje chromosomowe i posiadają zwykle diploidalną ilość DNA. Rzadko towarzyszą im mutacje genów p53 czy K-ras.
Obecność mutacji w rozsianych po całym genomie w liczbie ok. 100 000 kopii sekwencjach typu mikrosatelit sugeruje uogólniony defekt w mechanizmach odpowiadających za wierność replikacji DNA lub poreplikacyjną naprawę DNA. Dlatego też guzy z takimi zmianami określono mianem RER+ (Replication Errors). Mutacje somatyczne w genie hMSH2 okazały się odpowiedzialne za fenotyp RER+ w raku jelita grubego oraz w raku endometrium i piersi w koincydencji z rakiem jelita grubego [16–19]. W raku piersi wykryto poza tym zaburzenia w genach hMLH1 i hMSH3 [19]. W guzach RER+ obserwuje się ekspansję sekwencji mikrosatelitarnej zlokalizowanej w sekwencji kodującej genu receptora typu II transformującego czynnika wzrostowego (TGFβRII). Mutacja ta powoduje inaktywację receptora. Ponieważ TGFβ jest inhibitorem proliferacji komórek nabłonkowych utrata receptora TGFβRII czyni komórki nowotworowe niewrażliwymi na hamujące działanie TGFβ. A zatem mutacje w genie receptora TGFβ, a więc w genie o znanej funkcji w regulacji proliferacji, wiążą się z niestabilnością sekwencji mikrosatelitarnych [20, 21].

Defekty w systemie naprawczym MMR i powstanie niestabilności mikrosatelitarnej MSI są wynikiem wzrostu tolerancji komórkowej na czynniki metylujące, jak N-metylo-N-nitrozomocznik (MNU) czy N-metylo-N’-nitro-N-nitrozoguanina (MNNG). Zarówno MNU i MNNG powodują metylację w pozycji O⁶ guaniny w cząsteczce DNA. Enzym O⁶-metyloguanina-DNA metylotransferaza (MGMT), która przenosi grupy metylowe na cysteinę odwraca uszkodzenia DNA. Jednakże MGMT jest skutecznie hamowana przez powstającą hipermetylację, a jej ekspresja w tkance nowotworowej staje się niższa w porównaniu do innych tkanek. Niski poziom MGMT powoduje akumulację O⁶-metyloguaniny w tkance rakowej. O⁶-mG promuje formowanie się hybryd O6-mG/T, które są rozpoznawane przez system MMR. Jednakże mechanizm ten zwraca się tylko w kierunku nowo powstałych nici, natomiast nie naprawia uszkodzeń na niciach starych. W związku z tym następuje akumulacja błędów, prowadzących do powstania mutacji, a następnie utrata lub zahamowanie funkcji genów uczestniczących w systemie MMR. Podsumowując, mutageny metylujące, będące przyczyną uszkodzeń DNA wywołują zahamowanie syntezy i naprawę DNA, a następnie w dalszym toku działania niszczą ten kontrolny mechanizm.
Niestabilność mikrosatelitarna a rak piersi
Niestabilność mikrosatelitarna (MSI) po raz pierwszy została wykryta u rodzin z zespołem HNPCC (ang. Hereditary Nonpyloposis Colorectal Cancer) [22]. HNPCC jest często dzielony na 2 grupy: zespół Lyncha I i zespół Lyncha II. Za ich powstawanie odpowiedzialny jest defekt w genach naprawczych. W 90% przypadków HNPCC mutacje germinalne mają miejsce w genach hMSH2 i hMLH1 [23, 24]. Badania histologiczne guzów z wykrytą mutacją w genie hMSH2 lub hMLH1 wykazały, że w grupie pacjentów z mutacją w hMSH2 stwierdza się częstsze występowanie nowotworów poza jelitem grubym niż w grupie z hMLH1 i w ogóle pacjentów z rakami jelita grubego. Kolejne badania wykazały, że MSI jest obecna w ok. 20% sporadycznych raków jelita grubego [25, 26].
Jednym z nowotworów, występujących w koincydencji z rakiem jelita grubego jest rak piersi [27]. W genomie jego komórek dochodzi często do MSI pod wpływem uszkodzeń w genach mutatorowych. Poza tym wiadomo, że niestabilność mikrosatelitarną spotyka się w sporadycznych przypadkach raka piersi [28, 29]. Dotychczasowe badania wskazują, że niestabilność mikrosatelitarna jest istotna dla rozwoju tego nowotworu [30, 31]. Wiadomo, że głównie mutacje w genie naprawczym hMLH1 prowadzą do rozwoju MSI w 43% sporadycznego raka piersi. Mutacje tego genu dotyczą przede wszystkim domen konserwatywnych i mają charakter delecji, insercji oraz tranzycji i transwersji. Mutacje te są rozrzucone wzdłuż całego regionu kodującego genu. W regionie 3’ w eksonach od 15 do 19 występuje 38% wszystkich poznanych mutacji genu hMLH1. Najczęściej obserwowaną mutacją jest delecja w eksonie16. Innym gorącym miejscem w genie hMLH1 są podobnie jak w hMSH2 dinukleotydy CpG. W przypadku raka piersi w koincydencji z rakiem jelita grubego najczęściej stwierdza się mutacje Ser44Phe w eksonie 2 genu hMLH1, Ala441Thr w eksonie 12 i delecję T w pozycji 590 w eksonie 16 [32].
Stone i wsp. wykazali, że w raku piersi typu lobularnego najczęstsze są dwie mutacje w genie hMLH1. Jedna z mutacji to substytucja CTT→CAT w kodonie 607 (ekson 16) zamiana leucyny do histydyny, druga to podstawienie TAC→TAA w kodonie 750 (ekson 19) [33].
Wiadomo, że wiele czynników odgrywa istotną rolę w zapoczątkowaniu rozwoju nowotworu gruczołu piersiowego, a wśród nich ważne miejsce zajmują czynniki genetyczne. Liczne dane literaturowe wskazują na fakt znaczącej roli niestabilności mikrosatelitarnej w procesie nowotworzenia. Niewątpliwie w najbliższych latach należy oczekiwać wielu publikacji dotyczących tego tematu.

Pracę wykonano w ramach grantu nr G7 z budżetu Gminy Łódź.
Piśmiennictwo
1. Jassem J. Rak sutka. Springer PWN, Warszawa 1998.
2. Spaczyński M. Onkologia ginekologiczna. Urban & Partner, Wrocław 1997.
3. Hortobagyi GN. Treatment of breast cancer. N Engl J Med 1998; 339: 974-84.
4. Marcus JN, Page DL, Watson P. BRCA1 and BRCA2 hereditary breast carcinoma phenotypes. Cancer 1997; 80: 543-56.
5. Eisinger F, Jacquemier J, Charpin C. Mutations at BRCA1: the medullary breast carcinoma revisited. Cancer Res 1998; 58: 1588-92.
6. McGuire W, Clark GM. Prognostic factors and treatment decisions in axillary node-negative breast cancer. N Engl J Med 1992; 326: 1756-61.
7. Ravaioli A, Bagli L, Zucchini A, Monti F. Prognosis and prediction of response in breast cancer: The current role of the main biological markers. Cell Proliferation 1998; 31: 113-26.
8. Lothe RA. Microsatellite instability in human solid tumours. Mol Med Today 1997; 3: 61-8.
9. Wood RD, Mitchell M, Sgouros J, Lindahl T. Human DNA repair genes. Science 2001; 291: 1284-9.
10. Eshleman JR, Markowitz SD. Mismatch repair defects in carcinogenesis. Hum Mol Genet 1996; 5: 1489-94.
11. Arnheim N, Shibata D. DNA mismatch repair in mammals: role in disease and meiosis. Curr Opin Genet Dev 1997; 7: 364-70.
12. Luqmani YA, Temmim LL, Mathew M. Loss of heterozygosity and microsatellite instability in breast cancer. Oncol Rep 2002; 9: 417-21.
13. Orlandi F, Barucca A, Biagini G, et al. Molecular stability of DNA typing short tandem repeats in the mammary tree of patients with breast cancer. Diagn Mol Pathol 2002; 11: 41-6.
14. Muller A, Edmonston T, Corao DA, et al. Exclusion of breast cancer as an integral tumor of hereditary nonpolyposis colorectal cancer. Cancer Res 2002; 62: 1014-9.
15. Watanabe N, Okochi E, Mochizuki M, et al. The presence of single nucleotide instability in human breast cancer cell lines. Cancer Res 2001; 61: 7739-42.
16. Berends M, Hollema H, Wu Y. MLH1 and MSH2 protein expression as a pre-screening marker in hereditary and non-hereditary endometrial hyperplasia and cancer. Int J Cancer 2001; 92: 398-403.
17. Furlan D, Casati B, Cerutti R. Genetic progression in sporadic endometrial and gastrointestinal cancers with high microsatellite instability. J Pathol 2002; 197: 603-9.
18. Kowalski LD, Mutch DG, Herzog TI. Mutational analysis of MLH1 and MSH2 in 25 prospectively-acquired RER+ endometrial cancers. Genes Chrom Cancer 1997; 18: 219-27.
19. Risinger JI, Barrett JC, Watson P, et al. Molecular genetic evidence of the occurrence of breast cancer as an integral tumor in patients with the hereditary nonpolyposis colorectal carcinoma syndrome. Cancer 1996; 77: 1836-43.
20. Eshleman JR, Markowitz SD. Mismatch repair defects in carcinogenesis. Hum Mol Genet 1996; 5: 1489-94.
21. Speicher MR. Microsatellite instability in human cancer. Oncol Res 1995: 7: 267-75.
22. Thibodeau SN, Bren G, Schaid D. Microsatellite instability in cancer of the proximal colon. Science 1993; 260: 816-9.
23. Moslein G., Tester DJ, Lindor NM. Microsatellite instability and mutation analysis of hMSH2 and hMLH1 in patients with sporadic, familial and hereditary colorectal cancer. Hum Mol Genet 1996; 5: 1245-1252.
24. Aaltonen LA, Peltomaki P, Leach F. Clues to the pathogenesis of familial colorectal cancer. Science 1993; 260: 812-6.
25. Boland CR. Thibodeau SN, Hamilton SR. National Cancer Institute Workshop on microsatellite instability for cancer detection and familial predisposition: development of international criteria for the determination of microsatellite instability in colorectal cancer. Cancer Res 1998; 58: 5248-57.
26. Vasen H., Watson P, Mecklin JP. The ICG-HNPCC. New clinical criteria for hereditary nonpolyposis colorectal cancer (HNPCC, Lynch syndrome) proposed by the International Collaborative Group on HNPCC. Gastroenterology 1999; 116: 1453-6.
27. Risinger JI, Barrett JC, Watson P, et al. Molecular genetic evidence of the occurrence of breast cancer as an integral tumor in patients with the hereditary nonpolyposis colorectal carcinoma syndrome. Cancer 1996; 77: 1836-43.
28. Yee CJ, Roodi N, Varrier CS, Parl FF. Microsatellite instability and loss of heterozygosity in breast cancer. Cancer Res 1994; 54: 1641-4.
29. Paulson TJ, Wrught FA, Parker BA, et al. Microsatellite instability correlates with reduced survival and poor disease prognosis in breast cancer. Cancer Res 1996; 56: 4021-6.
30. Benachenhou N, Guiral S, Gorska-Flipot I, et al. Frequent loss of heterozygosity at the DNA mismatch-repair loci hMLH1 and hMSH3 in sporadic breast cancer. Br J Cancer 1999; 79: 1012-7.
31. Borg A, Isola J, Chen J, Rubio C. Germline BRCA1 and hMLH1 mutations in a family with male and female breast carcinoma. Int J Cancer 2000; 85: 796-800.
32. Hackaman P, Tannergard P, Osei-Mensa S, et al. A human compoud heterozygote for two MLH1 missense mutations. Nature Genet 1997; 17: 135-6.
33. Stone JG, Coleman G, Gusterson B, et al. Contribution of germline MLH1 and MSH2 mutations to lobular carcinoma in situ of the breast. Cancer Lett 2001; 67: 171-4.

Adres do korespondencji
dr n. med. Hanna Romanowicz-Makowska
Pracownia Biologii Molekularnej
Zakład Patomorfologii Klinicznej
Instytutu Centrum Zdrowia Matki Polki
ul. Rzgowska 281/289
93-338 Łódź
tel. +48 42 271 12 80
faks +48 42 271 14 21