ORIGINAL ARTICLE
The presence of endotoxin in synovial fluids from connective tissue diseases (Ctd-s) patients with as a suspected disease aethiological marker

Ściana komórkowa bakterii Gram-ujemnych zawiera m.in. niezwykle istotny immunogennie (znaczenie w serodiagnostyce) i o wielu różnorodnych właściwościach biologicznych składnik lipopolisacharydowy (LPS), który jest bardzo toksyczny dla organizmu ludzkiego i zwierzęcego [1–4]. Został on nazwany endotoksyną, ponieważ jest ściśle związany z powierzchnią komórek bakteryjnych i uwalnia się dopiero po ich lizie, powodując reakcję kaskadową prowadzącą do zaburzeń o charakterze hematologiczno-immunologicznym, doprowadzających do toksycznych i zapalnych objawów ogólnych oraz miejscowych. Są one wynikiem głównie indukcji czynników prozapalnych (typu cytokin, limfokin, kinin, prostaglandyn) [5–7].
LPS zawiera lipid A, do którego przyłączony jest polisacharyd, złożony z rdzenia (polisacharydowego) i powtarzających się podjednostek (np. mannoza – ramnoza – galaktoza). Sam lipid A składa się z fosforylowanych jednostek dwucukru – glikozaminy, do których są przyłączone liczne długołańcuchowe kwasy tłuszczowe, z których kwas β-hydroksymirystynowy
(14-węglowy) zawsze występuje w lipidzie A i jest jego unikatowym składnikiem, inne kwasy tłuszczowe są różne u różnych gatunków bakterii Gram-ujemnych. Podobnie jednakowy u wszystkich bakterii Gram-ujemnych jest rdzeń polisacharydu, jednakże każdy z gatunków ma swoistą powtarzającą się jednostkę liniowego trójcukru lub rozgałęzionych cztero- albo pięciocukrów (tzw. antygen O), które stanowią o swoistości antygenowej (np. wśród rodzaju Salmonella wykryto ok. 2 000 typów antygenowych).
Rozkład LPS do lipidu A i polisacharydu wykazał, że o toksyczności decyduje lipid A. Należy nadmienić, że LPS stanowi najbardziej powierzchniową strukturę ściany komórkowej drobnoustrojów G(-) i ściśle łączy się z podstawowymi składnikami, tj. lipoproteiną i białkową błoną zewnętrzną (OMP). Ze względu na to, że stosowane w diagnostyce chorób narządu ruchu o podejrzewanej etiologii bakteryjnej metody serologiczne obarczone są licznymi wątpliwościami (zwłaszcza dotyczącymi reakcji krzyżowych nawet między antygenami odległych taksonomicznie drobnoustrojów, np. Chlamydia, Salmonella, Yersinia) [8–10], w przedstawianych badaniach podjęto próbę stwierdzenia obecności endotoksyny w płynach wysiękowych i wybranych surowicach. Pozwoliłoby to częściowo tłumaczyć wewnątrzstawową indukcję przeciwciał dla LPS i jego subkomponentów i przynajmniej w niektórych przypadkach uwiarygodnić etiologię infekcyjną stanu zapalnego, wyrażającego się powstaniem wysięku stawowego, co pozwala na zastosowanie odpowiedniej terapii, ewentualnie jej modyfikację.
Praca ma charakter wstępny i jej celem jest zorientowanie się co do rozmiaru zjawiska występowania endotoksyny w płynach stawowych i/lub odpowiednich surowicach, weryfikacja osiągniętych rezultatów, a w konsekwencji ewentualne ich wdrożenie do diagnostyki rutynowej lub bardziej szczegółowych badań o charakterze podstawowym.
Częściową weryfikacją mogłoby być zastosowanie polimyksyny B (antybiotyku polipeptydowego), która – jak wykazali Lopes i Innis [11] – reaguje z LPS i powoduje m.in. jego zmiany morfologiczne oraz utratę właściwości toksycznych. Używana jest też w postaci związanej z nośnikiem (np. sefarozą) do oczyszczania płynów z endotoksyny.

Materiał i metody
Materiałem do badań były próbki 50 płynów stawowych oraz 10 surowic, stanowiących pary do 10 z ww. płynów. Pochodziły one głównie od chorych konsultowanych w Przychodni Przyklinicznej IR (39 płynów) oraz pojedynczo z klinik IR.
Spośród badanych płynów stawowych połowa, tj. 25, pochodziła od chorych z reumatoidalnym zapaleniem stawów (RZS), od 3 chorych z łuszczycowym zapaleniem stawów (ŁZS), od 2 z zesztywniającym zapaleniem stawów kręgosłupa (ZZSK) i chorobą zwyrodnieniową. Pojedyncze rozpoznania dotyczyły: zapalenia wielostawowego, młodzieńczego idiopatycznego zapalenia stawów (MIZS), zespołu suchości i dny. Prawie 1/3, tj. 14, badanych płynów pochodziła od chorych z niezróżnicowanymi zapaleniami stawów i/lub układowymi chorobami tkanki łącznej, wyróżniającymi się również wysiękami stawów.
Oznaczenia endotoksyny dokonywano przy użyciu biologicznego testu – zestawu LAL (Limulus Amebocyte Lysate) firmy Cambrex, który jest testem jakościowym, ale można go także traktować jako półilościowy z uwagi na możliwość przeliczania uzyskanych wyników na jednostki enzymatyczne j.e./ml. Test ten jest oceniany jako równoznaczny z testem na pirogenność, badaną na skórze królików.
Zasadę tego testu stanowią dwuetapowe reakcje enzymatyczne:

endotoksyna
1. proenzym koagulaza
koagulaza
2. koagulogen koagulina

Okazało się [12], że endotoksyna bakterii Gram-ujemnych katalizuje aktywację proenzymu lizatu, uzyskanego z amebocytów krwi kraba (Limulus polyphemus). Stopień tej aktywacji zależy od stężenia endotoksyny. Zaktywowany enzym (koagulaza) swoiście hydrolizuje wiązania wewnątrz białka (koagulogenu) obecnego w lizacie (LAL). Wynikiem tej hydrolizy jest żelifikacja powstałej koaguliny. Test jest niezwykle czuły; reaguje na śladowe stężenia endotoksyny; zatem przed właściwym zastosowaniem powinien służyć do kontroli apirogenności wody, szklanych probówek i końcówek plastikowych używanych w badaniach, jak również samych analizowanych preparatów na obecność tzw. substancji hamujących reakcje enzymatyczne. Należy podkreślić ogromne znaczenie pH badanych próbek, które powinno mieścić się w granicach 6–8. Wrażliwość lizatu na zmianę temperatury, światła i czas przechowywania w stanie zamrożenia, ewentualnie w temperaturze lodówki (2–8oC) każą wykonywać badania szybko, w warunkach sterylnych. Niezwykle ważne jest wstępne szczegółowe zapoznanie się z warunkami wykonywania testu i rygorystyczne ich respektowanie.
W przeprowadzonych badaniach na 50 płynach stawowych i 10 surowicach zachowano procedurę zgodnie ze wskazówkami producenta testu.
Wykonanie oznaczenia endotoksyny oraz kontrola czułości lizatu:
• standardy o określonym stężeniu endotoksyny uzyskanej ze szczepu bakteryjnego E. coli 055: B5, wyrażonym w jednostkach j.e./ml (0,06; 0,03; 0,015; 0,0075) oraz badane płyny stawowe i/lub surowice w ilości 100 ml przenoszono do szklanych probówek (10x75 mm). Za ujemną kontrolę służyła apirogenna woda destylowana;
• do wszystkich probówek reakcyjnych dodawano po 100 ml rozpuszczonego w H₂O liofilizatu (LAL), natychmiast dokładnie mieszano i umieszczano (po zakorkowaniu) w łaźni wodnej o temperaturze 37^oC±1^oC. Nie mieszając probówek w trakcie inkubacji, po 60 min (±2 min), każdą z próbek obracano o 180^o (ostrożnie, łagodnym ruchem) i natychmiast oceniano żelifikację (pozytywną, jeśli nie spływała po brzegach probówki);
• badane próbki płynów stawowych i/lub surowic nastawiano w 2-krotnych powtórzeniach, a w badaniach półilościowych wykonywano ich rozcieńczenia w H₂O (2-krotne), oznaczając końcowe rozcieńczenie, w którym następowała żelifikacja;
• skryning na obecność w badanych próbkach substancji hamujących test LAL wykonywano, dodając do każdego z rozcieńczeń tej próbki (100 ml) po 10 ml standardu endotoksyny o 10 x większym stężeniu niż wynosi czułość lizatu (w tym przypadku był to standard o stężeniu 0,6 j.e./ml). Żelifikacja, przy określonym rozcieńczeniu, wskazywała na brak substancji hamujących test LAL. I odwrotnie, brak żelifikacji oznaczał ich obecność. Taki skryning wykonywano z próbkami ujemnymi w teście zasadniczym na obecność endotoksyny;
• częściową weryfikację obecności endotoksyny niezwiązanej wykonywano następująco: gęstą, jednorodną zawiesinę nośnika – sefaroza (zaktywowanego wg zaleceń producenta – firma Bio-Rad), ze związaną polimyksyną B w soli buforowanej (PBS) o objętości 1 ml, mieszano w stosunku 1:1 z płynem stawowym rozcieńczonym 1:5 i inkubowano w temperaturze pokojowej przez godzinę w probówkach plastikowych (w objętości 5 ml) z korkiem, mieszając na kołysce laboratoryjnej typu KL-942 przy liczbie 30 cykli/min. Po dokonanej absorpcji ewentualnie występującej endotoksyny i po odwirowaniu (13 000 obr./min przez 10 min) uzyskany supernatant oceniano testem LAL (w sposób opisany wyżej).

Wyniki
W badaniach 50 płynów stawowych wykazano obecność endotoksyny u 21 chorych, co stanowiło 42%. Analiza rozpoznań klinicznych, wśród których wyłoniły się 3 grupy, z wyraźną dominacją reumatoidalnego zapalenia stawów (n=25), wykazała interesujące spostrzeżenia, że w stanach wysiękowych towarzyszących RZS aż w 60% przypadków stwierdzono obecność endotoksyny (tabela I). Zdecydowanie niższe odsetki wykazano wśród chorych z niezróżnicowanym zapaleniem stawów (28,6%) oraz w nielicznej grupie (n=11) ze spondyloartropatiami i/lub układowymi chorobami narządu ruchu (18,2% wyników dodatnich).
Na wybranych 11 płynach stawowych z dodatnim wynikiem na obecność endotoksyny dokonano próby ilościowego oznaczania jej stężenia, drogą 2-krotnych rozcieńczeń, powtórnych badań testem LAL i przeliczeń wg wskazówek producenta. Okazało się, że o ile średnie stężenie endotoksyny wyniosło 3,3 j.e./ml, o tyle 4 płyny stawowe wykazywały jej obecność powyżej tego poziomu, tj. 4–8,1 j.e./ml (po 2 płyny od chorych z RZS i niezróżnicowanym zapaleniem stawów). Pozostałe 7 płynów stawowych zawierało poziomy niższe (choć wielokrotnie przekraczające czułość testu =0,03 j.e./ml), tj. 1–2 j.e./ml, w tym 4 od chorych na RZS i 1 od chorego z wielostawowym zapaleniem zawierały stężenie endotoksyny równe 2 j.e./ml, natomiast 2 płyny (od chorych na ŁZS i z niezróżnicowanym zapaleniem stawów) – 1 j.e./ml.
Kolejne badanie skryningowe, wykonane na 21 płynach stawowych ujemnych w teście LAL na obecność endotoksyny, miało na celu zorientowanie się co do rozmiaru zjawiska występowania substancji hamujących test LAL, bez szczegółowego wnikania w charakter, np. chemiczny, tych substancji czy też stwierdzenia wpływu (często podkreślanego) pH środowiska. Stosując także metodę 2-krotnych rozcieńczeń wykazano, że w przypadku aż 10 płynów (47,6%) rozcieńczonych
1:8 i z dodaną do nich endotoksyną (0,6 j.e./ml) uzyskano wynik ujemny w teście LAL. Odpowiednio w 3 (14,3%) płynach w rozcieńczeniu 1:4 oraz w 1 (4,7%) w rozcieńczeniu 1:2 również uzyskano wyniki ujemne, świadczące o występowaniu zjawiska hamowania reakcji enzymatycznej w teście LAL przez nieznany czynnik (substancja i/lub pH środowiska). Brak negatywnego oddziaływania na odpowiedź w teście LAL stwierdzano zaledwie w 1/3 (33,3%) grupy badanych płynów stawowych.
Końcowa, doświadczalna część pracy dotyczyła zbadania na 22 płynach stawowych dodatnich w teście LAL możliwości absorpcji endotoksyny z tego materiału biologicznego, co mogłoby świadczyć z jednej strony o jej obecności w stanie wolnym czy np. związanym w swoistych kompleksach immunologicznych, a z drugiej – jednocześnie sugerować wiele zjawisk wartych dalszego wyjaśnienia, np. krzyżowych reakcji przeciwciałowych z mniej czy bardziej złożonymi antygenami, czasami z natury i funkcji odległymi (kardiolipiny, lipoproteidy, fosfolipidy itp.). Okazało się – choć na małym materiale – że w 4 (36,4%) na 11 płynów uzyskano absorpcję endotoksyny przez związaną na fazie stałej (nośniku) polimyksynę B. W przypadku 1 płynu (9,1%) uzyskano niewyjaśnione zjawisko wzmocnienia testu LAL, po absorpcji polimyksyną B, choć był to wynik dość subiektywny (jakościowy), aczkolwiek wymagający wyjaśnienia.
Poddane badaniom płyny stawowe na obecność endotoksyny uprzednio zostały zbadane na obecność przeciwciał dla m.in. niektórych LPS pałeczek Gram-ujemnych (S. enteritidis, S. typhimurium, K. pneumoniae) i ich subkomponentów (lipid A i KDO – kwas deoksyoktulonowy) [9]. Obecnie dokonano analizy występowania tych przeciwciał zarówno w grupie płynów ze stwierdzoną endotoksyną, jak i w grupie bez jej obecności. Wyniki przedstawiono w tabelach II i III, z których wynika kilka spostrzeżeń.
W grupie płynów stawowych, w których wykazano obecność endotoksyny, stwierdzono nieco wyższe odsetki płynów z podwyższonym poziomem przeciwciał dla badanych homologicznych (oprócz lipidu A) antygenów w porównaniu z grupą płynów endotoksyno-ujemnych. Dotyczyło to szczególnie antygenu KDO.
W obu grupach płynów podwyższone poziomy przeciwciał częściej występowały dla LPS gatunków Salmonella, opisywanych jako infekcyjny czynnik wiązany z zapaleniem stawów niż dla LPS K. pneumoniae. Również w obu grupach płynów wyłoniły się pewne wzory płynów ze stwierdzonymi przeciwciałami, które dominowały liczebnie, a zwłaszcza z przeciwciałami wyłącznie dla złożonych antygenów LPS S. enteritidis i/lub
S. typhimurium i zwłaszcza w grupie płynów z nieobecną endotoksyną.
Dość interesującym spostrzeżeniem było to, że w grupie płynów endotoksynododatnich w 19% nie stwierdzono badanych przeciwciał, natomiast w grupie endotoksynoujemnych odsetek był zbliżony, choć wyższy – 24,1%.

Dyskusja
Niewątpliwie najcenniejszym wynikiem badań było wykazanie obecności endotoksyny aż w 60% płynów wysiękowych towarzyszących reumatoidalnemu zapaleniu stawów. Nie jest to całkowicie zaskakujące, od wielu bowiem lat badania serologiczne oraz dotyczące odpowiedzi komórkowej [13] w licznych przypadkach RZS sugerują zwiększoną odpowiedź humoralną [14–18] wobec drobnoustrojów Gram-ujemnych (i ich antygenów ściany komórkowej, np. ECA i związanym z nim LPS). Mając na uwadze wysoką aktywność biologiczną endotoksyny, jej zdolności indukowania wielu czynników prozapalnych z komórek układu immunologicznego, zarówno krążących we krwi obwodowej, jak i przebywających miejscowo (w zapalnym płynie stawowym), nasuwa się pytanie dotyczące roli LPS w wywoływaniu stanów wysiękowych w RZS, a także w tzw. UA (undifferentiated arthritis). Takich niezróżnicowanych zapaleń stawów w obecnych badaniach było niemal 1/3 przypadków chorobowych, a RZS z jednoczesnymi stanami wysiękowymi stanowiło aż 50%.
Wyrywkowo zbadano też występowanie endotoksyny w surowicach chorych, u których uprzednio wykrywano ją w płynach stawowych. Okazało się, że na 10 badanych surowic w 3 uzyskano wyniki dodatnie na obecność endotoksyny, w tym w 2 przypadkach było to niezróżnicowane zapalenie stawów, a w 1 – RZS. Jak wskazują dane z piśmiennictwa, test LAL jest bardzo kontrowersyjny, zwłaszcza w zastosowaniu diagnostycznym dotyczącym ewentualnej endotoksemii. Wydaje się, że głównie surowicze a-globuliny wiążą endotoksynę [19], i zaleca się wręcz wykonywanie tego badania na heparynizowanym osoczu, a nie na surowicy. Rzadko test ten koreluje z bakteriemią, a jeżeli już koreluje, to liczba bakterii Gram-ujemnych zawierających w ścianie komórkowej LPS powinna wynosić co najmniej 100 komórek/ml krwi. Istnieją jednak liczne inne substancje, które mogą powodować fałszywie dodatnie wyniki w teście LAL. Należą do nich surowicze białka i enzymy, nukleoproteidy, peptydoglikany i inne bakteryjne toksyny [20], a więc czynniki, które mogą być obecne w płynie stawowym i/lub do niego przenikać.
W prowadzonych obecnie eksperymentach na płynach stawowych pozostaje nierozwiązanym problemem, czy obserwowano też wyniki fałszywe w teście LAL. Niewątpliwie stężenie endotoksyny, które wynosiło 0,03 j.e./ml, wielokrotnie przewyższało czułość testu/lizatu, natomiast na wybranych 11 płynach stawowych z wynikiem dodatnim stężenie to zostało wyliczone (wg procedury producenta) na poziomie 1–8,1 j.e./ml (patrz: Wyniki). Cytowane wg Jorgensena [19] dane wskazują na bardzo wysoką czułość testu LAL, sięgającą 0,05 ng/ml czystej endotoksyny.
Odwrotnym problemem, wykazanym w 21 płynach stawowych, w których nie wykrywano endotoksyny, było stwierdzenie aż w 66,6% obecności substancji hamujących. Być może wpłynęły one (niekorzystnie) bardzo wyraźnie na odsetek płynów, w których wykrywano endotoksynę, a który mógł wynosić znacznie więcej niż 42%.
Istnieje wiele modyfikacji metod eliminujących czynniki hamujące test LAL, takich jak np. stosowanie ekstrakcji chloroformowej w celu denaturowania inhibitorów, modyfikowanie pH kwasem octowym (precypitującym inhibitory), a następnie zobojętnianie środowiska buforem fosforanowym, co optymalizuje warunki wykonania testu LAL [wg 19].
Chociaż praca nie miała ściśle charakteru metodycznego, niemniej za danymi z piśmiennictwa należy podkreślić [wg 19], że różne płyny ustrojowe badano przy użyciu testu LAL, w tym krew, płyn mózgowo-rdzeniowy, płyn z ropni, a także płyn stawowy. Wiele prób było dodatnich, ale w bardzo zróżnicowanym stopniu. Dotyczyło to zwłaszcza krwi i płynu z ropni (np. okołonerkowych), a w przypadku krwi sugerowano przede wszystkim możliwość, że LPS translokowany jest z przewodu pokarmowego i absorbowany przez układ krwionośny. Istnieją też doniesienia [wg 20] o wykrywaniu w różnym stopniu – przy użyciu testu LAL – endotoksyny nawet u zdrowych wolontariuszy (do 32%) [21].
Wyżej wymienione kwestie dotyczące występowania czynników wpływających na stwierdzanie – w wysokim stopniu – wyników zarówno fałszywie dodatnich, jak i fałszywie ujemnych obniżają rangę stosowania testu LAL w wykrywaniu endotoksyny w płynach ustrojowych, w tym również w płynach stawowych.
Niemniej niezwykła czułość tej metody biologicznej i łatwość wykonania, zwłaszcza przy stworzeniu warunków wykluczających wpływ substancji (czynników) hamujących, sugerują próby poszukiwania endotoksyny również w rzadko badanych płynach stawowych.
W tym aspekcie zapoczątkowane badania absorbowania potencjalnie obecnej endotoksyny przez polimyksynę B, związaną na fazie stałej, zmierzały do poznania charakteru występowania tej toksyny, tj. w stanie wolnym lub związanym. Wykazując zaledwie w 36,4% (w 4 płynach na 11 badanych płynów stawowych) endotoksynę w stanie wolnym, można domniemywać również jej obecność w stanie związanym, np. w immunokompleksach, w których obecne przeciwciała mogą maskować niektóre epitopy LPS, a zwłaszcza decydujący o toksyczności lipid A. Ma on właściwości aktywowania reakcji enzymatycznych w lizacie z amebocytów Limulus polyphemus (o tym, że lipid A daje dodatnie reakcje w teście LAL, przekonano się również w tych badaniach). Zagadnienie występowania LPS swoistego dla jakiegoś gatunku pałeczek Gram-ujemnych i/lub endotoksyny w kompleksach immunologicznych i w stanie wolnym jest ważne zarówno diagnostycznie, jak i klinicznie, i wymaga szczegółowych badań, które rozpoczęto.
Interesujące było retrospektywne porównanie (korelacja) występowania przeciwciał dla LPS niektórych gatunków pałeczek Gram-ujemnych i ich subkomponentów (lipid A i KDO) w grupach płynów stawowych ze stwierdzoną i niestwierdzoną obecnością endotoksyny. Mogłoby to – jak się wydaje – sugerować, przynajmniej w niektórych przypadkach, wewnątrzstawową indukcję przeciwciał przez obecne albo całe antygeny LPS, albo częściowo rozłożone w trakcie translokacji bakterii, głównie za pośrednictwem monocytów krwi obwodowej [22, 23].
Chociaż ani założeniem, ani celem pracy nie była korelacja retrospektywnych wyników badań serologicznych z obecnością endotoksyny w płynach stawowych, to jednak można było podejrzewać, przynajmniej w nielicznych przypadkach, wewnątrzstawową indukcję przeciwciał dla całych złożonych LPS i/lub ich subkomponentów (lipid A i KDO). Jest zastanawiające, że w obu analizowanych grupach płynów, tj. w grupie z obecnością i bez obecności endotoksyny, wykrywano bardzo wysokie odsetki płynów z podwyższonym poziomem przeciwciał dla ww. antygenów (odpowiednio 80,1 i 75,8%). Występowały one głównie w klasach IgA i IgM, dowodząc ostrej fazy procesu zapalnego, który świadczyłby raczej o nadważeniu, zwłaszcza w przypadkach z udokumentowanym, długoletnim RZS. Uwzględniając możliwość niewykrycia endotoksyny, z uwagi na wykazane prawdopodobieństwo szerokiego udziału substancji hamujących test LAL, nie można było wykluczyć podobnych odsetków płynów z jednoczesną obecnością endotoksyny i przeciwciał. Czyniłoby to bardziej wiarygodnym podejrzenie infekcyjnego podłoża stanu zapalnego i jego zaostrzenia się.
Na podstawie zarówno piśmiennictwa [24–27], jak i aktualnych – choć ograniczonych – badań nasuwa się pytanie, czy i w jakim stopniu oraz czy w ogóle infekcje wywołane pałeczkami Gram-ujemnymi, których istotnym składnikiem ściany komórkowej (zarówno strukturalnym, jak i funkcjonalnym) jest LPS (endotoksyna), biorą udział w patogenezie RZS i wielu tzw. niezróżnicowanych zapaleń stawów oraz czy reaktywne zapalenie stawów (ReZS) nie jest pierwszym etapem przekształcania się w przewlekłą jednostkę chorobową, jaką jest m.in. RZS z jego różnymi okresami remisji i zaostrzeń. Być może w przypadku przedstawianych badań mamy do czynienia z takimi zaostrzeniami, wyrażającymi się wysiękami stawów, a wynikającymi z nadkażenia i/lub uaktywnienia się bakterii Gram-ujemnych, przebywających nawet w odległym od ich naturalnego środowiska bytowania – jakim jest przewód pokarmowy, miejscu organizmu.
Trzeba pamiętać, że będące obiektem zainteresowania pałeczki Salmonella (i ich LPS), w odróżnieniu do Shigella, są drobnoustrojami, mogącymi rozprzestrzeniać się po całym organizmie drogą translokacji z przewodu pokarmowego poprzez układ krwionośny i limfatyczny. Obecność endotoksyny (LPS) oraz przeciwciał przeciwko niej skierowanych w płynach stawowych nie jest zaskakująca. Zatem udział niektórych pałeczek Gram-ujemnych (w tym Salmonella) w patogenezie RZS i niezróżnicowanych zapaleń stawów nie jest wykluczony, a autorzy pracy coraz częściej włączają się w nurt badań wyjaśniających ten frapujący pogląd, reprezentowany przez wiele ośrodków [24, 25] zajmujących się badaniami klinicznymi i podstawowymi w reumatologii.

Praca sfinansowana z grantu MNiI nr 3PO5B 015 23.
Piśmiennictwo
1. Bunning VK, Raybourne RB, Archer DL. Foodborne enterobacterial pathogens and rheumatoid disease. Soc Appl Bacteriol Symp Ser 1988; 17: 87S-107S.
2. Behar SM, Porcelli SA. Mechanisms of autoimmune disease induction. The role of the immune response to microbial pathogens. Arthritis Rheum 1995; 38: 458-76.
3. Noworyta J. Zakażenia bakteryjne i ich rola w indukcji i przebiegu chorób reumatycznych. Reumatologia 1996; 34: 800-11.
4. Zhang X, Rimpilainen M, Simelyte E, et al. What determines arthritogenicity of bacterial cell wall? A study on Eubacterium cell wall-induced arthritis. Rheumatology (Oxford) 2000; 39: 274-82.
5. Sobieszczańska BM. Rola artrytogennych pałeczek z rodziny Enterobacteriaceae oraz Borrelia burgdorferi w patomechanizmie reaktywnego zapalenia stawów (REA). Post Microbiol 1997; 36: 101-21.
6. Soler-Rodriguez AM, Zhang H, Lichenstein HS, et al. Neutrophil activation by bacterial lipoprotein versus lipopolysaccharide: differential requirements for serum and CD14. J Immunol 2000; 164: 2674-83.
7. Penttinen MA, Holmberg CI, Sistonen L, et al. HLA-B27 modulates nuclear factor kappaB activation in human monocytic cells exposed to lipopolysaccharide. Arthritis Rheum 2002; 46: 2172-80.
8. Paerregaard A, Espersen F, Hoiby N. Cross-reactions between Yersinia enterocolitica serogroup 0: 3 and other serogroups of the same species, as well as thirty-four other bacterial species. APMIS 1988; 96: 315-24.
9. Noworyta J, Ząbek J, Brasse-Rumin M, i wsp. Odpowiedź humoralna na wybrane złożone antygeny bakterii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich oraz ich subkomponenty badana w surowicy i płynie stawowym pacjentów z chorobami narządu ruchu. Reumatologia 2003; 41: 259-68.
10. Brasse-Rumin M, Noworyta J, Ząbek J. Nieswoiste reakcje serologiczne w diagnostyce chorób narządu ruchu podejrzewanych o etiologię infekcyjną. Reumatologia 2004; 42: 31-7.
11. Lopes J, Inniss WE. Electron microscopy of effect of polymyxin on Escherichia coli lipopolysaccharide. J Bacteriol 1969; 100: 1128-9.
12. Young NS, Levin J, Prendergast RA. An invertebrate coagulation system activated by endotoxin: evidence for enzymatic mediation. J Clin Invest 1972; 51: 1790-7.
13. Chen T, Rimpiläinen M, Luukkainen R, et al. Mononuclear cell response to enterobacteria and Gram-positive cell walls of normal intestinal microbiota in early rheumatoid arthritis and other inflammatory arthritides. Clin Exp Rheumatol 2002; 20: 193-200.
14. Aoki S, Yoshikawa K, Yokoyama T, et al. Role of enteric bacteria in the pathogenesis of rheumatoid arthritis: evidence for antibodies to enterobacterial common antigens in rheumatoid sera and synovial fluids. Ann Rheum Dis 1996; 55: 363-9.
15. Tiwana H, Wilson C, Walmsley RS, et al. Antibody responses to gut bacteria in ankylosing spondylitis, rheumatoid arthritis, Crohn’s disease and ulcerative colitis. Rheumatol Int 1997; 17: 11-6.
16. Wilson C, Thakore A, Isenberg D, et al. Correlation between anti-Proteus antibodies and isolation rates of P. mirabilis in rheumatoid arthritis. Rheumatol Int 1997; 16: 187-9.
17. Rashid T, Darlington G, Kjeldsen-Kragh J, et al. Proteus IgG antibodies and C-reactive protein in English, Norwegian and Spanish patients with rheumatoid arthritis. Clin Rheumatol 1999; 18: 190-5.
18. Rashid T, Leirisalo-Repo M, Tani Y. et al. Antibacterial and antipeptide antibodies in Japanese and Finnish patients with rheumatoid arthritis. Clin Rheumatol 2004; 23: 134-41.
19. Jorgensen JH. Endotoxemia. In: Microbial Antigenodiagnosis. Wicher K (ed.). CRC Press, Inc. Boca Raton, Florida 1987: 70-7.
20. Murphy TF, West TE, Apicella MA. Antigen release from the bacterial surface. In: Microbial Antigenodiagnosis. Wicher K (ed.). CRC Press, Inc. Boca Raton, Florida 1987: 90-103.
21. DuBose D, Lemaire M, Brown J, et al. Survey for positive Limulus amoebocyte lysate test in plasma from humans and common research animals. J Clin Microbiol 1978; 7: 139-41.
22. Tamburrino V, Monno R, Valenza MA, et al. Incidence of Yersinia enterocolitica antibodies in patients with inflammatory joint diseases. Clin Rheumatol 1993; 12: 354-6.
23. Wuorela M, Jalkanen S, Toivanen P, et al. Yersinia lipopolysaccharide is modified by human monocytes. Infect Immun 1993; 61: 5261-70.
24. Albert LJ. Infection and rheumatoid arthritis: Infection and rheumatoid arthritis: guilt by association? J Rheumatol 2000; 27: 564-6.
25. Ebringer A, Wilson C, Tiwana H. Is rheumatoid arthritis a form of reactive arthritis? J Rheumatol 2000; 27: 559-63.
26. Hyrich KL, Inman RD. Infectious agents in chronic rheumatic diseases. Curr Opin Rheumatol 2001; 13: 300-4.
27. Victorio-Navarra S. Infectious agents in arthritis and autoimmunity. Mod Rheumatol 2003; 13: 97-102.