REVIEW PAPER
Inflammation and restenosis following coronary stent implantation

Adres do korespondencji/Corresponding author: doc. dr hab. n. med. Paweł Buszman, Oddział Ostrych Zespołów Wieńcowych, Górnośląskie Centrum Medyczne, ul. Ziołowa 47, 40-635 Katowice, tel./faks +48 32 252 72 12, e-mail: Buszman@ka.onet.pl



Wstęp
Problem nawrotu zwężenia – restenozy – jest nadal aktualny, pomimo wprowadzenia stentów uwalniających leki hamujące proliferację błony wewnętrznej (intimy). Badania doświadczalne i kliniczne wskazują, że stan zapalny odgrywa kluczową rolę w restenozie po implantacji stentu, a czynniki przeciwzapalne mogą przeciwdziałać rozrostowi błony wewnętrznej.

Przezskórne zabiegi wieńcowe (percutaneous coronary intervention, PCI) są skuteczną i coraz powszechniej stosowaną metodą leczenia choroby wieńcowej. Dynamiczny rozwój technik kardiologii interwencyjnej możliwy był w głównej mierze dzięki szerokiemu wprowadzeniu do użytku klinicznego stentów wieńcowych. Przezskórna angioplastyka wieńcowa z implantacją stentów jest obecnie najszerzej stosowaną w praktyce klinicznej metodą PCI. Obecnie ok. 80–90% zabiegów PCI wykonywanych jest z użyciem protez wewnątrznaczyniowych [1]. Implantacja stentów zwiększyła bezpieczeństwo wykonywanych zabiegów PCI oraz poprawiła odległą skuteczność poprzez zmniejszenie częstości występowania nawrotu zwężenia (restenozy) średnio z 30–40% do 20–30% [1]. Zastosowanie stentów pokrywanych lekami o działaniu antyproliferacyjnym znacznie ograniczyło występowanie restenozy, ale jej nie wyeliminowało. Restenoza jest nadal jednym z najważniejszych zagadnień badawczych współczesnej kardiologii.
Definicja i patomechanizm restenozy po implantacji stentu
Restenoza to proces prowadzący z upływem czasu do nawrotu zwężenia >50% średnicy światła w miejscu uprzednio poszerzanym lub utraty co najmniej 50% uzyskanej w czasie zabiegu średnicy światła naczynia [2]. Nawrót zwężenia jest procesem wieloczynnikowym rozpoczynającym się bezpośrednio po zabiegu i trwającym 2–6 miesięcy [3].
Implantacja stentu do tętnic wieńcowych pozwala uzyskać lepsze wyniki bezpośrednie i odległe, jak to wykazano w wieloośrodkowych badaniach z randomizacją BENESTENT [4] i STRESS [5], w których porównano zabiegi angioplastyki balonowej z zabiegami implantacji stentu. Implantacja stentu daje większe poszerzenie światła, zmniejsza zjawisko elastycznego zwężenia ściany naczynia (elastic recoil) bezpośrednio po zabiegu i ogranicza późną przebudowę ściany tętnicy (późny, ujemny remodeling) [6].

Nawrót zwężenia po implantacji stentu do tętnicy wieńcowej różni się od nawrotu zwężenia po zabiegach angioplastyki balonowej i charakteryzuje się bardziej nasilonym procesem tworzenia nowej błony wewnętrznej (neointimy) [7]. Restenoza w obrębie implantowanego stentu wieńcowego jest spowodowana w ponad 80% przerostem neointimy [7]. Jest to wyraz hiperergicznej odpowiedzi tkanek na mechaniczne ich uszkodzenie w trakcie angioplastyki z implantacją stentu, w szczególności na zniszczenie śródbłonka, co stanowi ważny czynnik uruchamiający proces nawrotu zwężenia. Komórki mięśni gładkich zostają pobudzone, przemieszczają się ku błonie wewnętrznej naczynia, gdzie ulegają podziałom komórkowym oraz produkują macierz pozakomórkową, składającą się z kolagenu, elastyny i proteoglikanów [3, 7–11].
Procesy zapalne i przeciwzapalne a restenoza
Jednym z najważniejszych mechanizmów powstawania restenozy po zabiegu angioplastyki i implantacji stentu jest stan zapalny wywołany reakcją stentu ze ścianą naczynia i proliferacja nowej błony wewnętrznej [12–14]. Przyjmuje się, że zjawisko proliferacji stymulują komórki zapalne, tj. monocyty/makrofagi [15], ponieważ we krwi często stwierdza się aktywowane leukocyty (zwłaszcza monocyty i granulocyty), płytki krwi, cząsteczki adhezyjne, agregaty monocytów i płytek [8, 15] oraz zwiększone stężenie interleukiny-6 (IL-6) [16]. Na odsłoniętej błonie wewnętrznej naczynia monocyty ulegają intensywnemu i wczesnemu gromadzeniu się, gdzie przeobrażają się w uaktywnione makrofagi [17]. Wytwarzane przez te komórki mediatory zapalenia pobudzają uwalnianie cytokin (czynnika martwicy nowotworów-α [TNF-α], IL-1, IL-2, IL-6, IL-8), czynników wzrostowych (pochodzący z płytek czynnik wzrostu [PDGF]), naczyniotwórczych (naczyniowo-śródbłonkowy czynnik wzrostu [VEGF]), cząsteczek adhezyjnych oraz wolnych rodników [18]. Wytwarzanie aktywnych biologicznie mediatorów zapalenia stymuluje migrację i proliferację komórek mięśni gładkich, powodując hiperplazję błony wewnętrznej i nawrót zwężenia [19].

W ostatnich latach w badaniach skupiano się przede wszystkim na mechanizmach prozapalnych, natomiast wyniki nowszych badań wskazują, że stan zapalny naczyń może być ograniczony przez mechanizmy antyzapalne [18]. Reakcje zapalne mogą być równoważone przez czynniki przeciwzapalne. Potwierdzono w badaniach, że czynniki przeciwzapalne zmniejszają aktywność jądrowego czynnika transkrypcji kappa B (NF-κB), który istotnie wpływa na procesy zapalne regulując syntezę prozapalnych cytokin (IL-2, IL-6, IL-8), chemokin (MCP-1), molekuł adhezyjnych i enzymów (syntaza NO, COX-2) [18, 20, 21].
Wśród czynników antyzapalnych można wyróżnić cytokiny IL-4, IL-10, IL-13, receptorowego antagonistę interleukiny-1 (IL-1ra), transformujący czynnik wzrostu-β (TGF-β), niektóre czynniki naczyniotwórcze (VEGF) i wzrostowe (czynnik wzrostu fibroblastów [FGF]), cholesterol HDL [18]. W przeprowadzonych badaniach eksperymentalnych i klinicznych wykazano, że czynniki przeciwzapalne mogą być przydatne w przeciwdziałaniu restenozie, a zablokowanie aktywności krążących monocytów ogranicza pozabiegowy proces hiperplazji nowej błony wewnętrznej (neointimy) i zwężenie naczyń [17, 22].
Czynniki zapalne i przeciwzapalne
Ponieważ proces zapalny stanowi podstawę rozwoju nawrotu zwężenia po implantacji stentu, w pracach nau-
kowych dokonywane są próby oceny przydatności oznaczania stężenia markerów biorących udział w procesie zapalnym do oszacowania jego nasilenia i oceny ryzyka wystąpienia restenozy.

Białko C-reaktywne (C-reactive protein, CRP)
Spośród wielu markerów stanu zapalnego kliniczną przydatność i największe znaczenie jako niezależny czynnik ryzyka incydentów sercowo-naczyniowych wykazuje białko C-reaktywne [23, 24]. CRP jest białkiem ostrej fazy, wytwarzanym w komórkach wątrobowych pod wpływem stymulacji interleukiną-6. Jako czynnik ostrej fazy CRP jest zależne od stymulacji IL-6, a zwiększone stężenie CRP koreluje ze stężeniem IL-6 i w pewnej mierze może być traktowane jako zastępczy wskaźnik wydzielania IL-6 [25].

CRP jest bardzo stabilne, co pozwala na wykonywanie dokładnych pomiarów zarówno w świeżym, jak i mrożonym osoczu bez potrzeby stosowania specjalnych metod przechowywania krwi. Wynika to ze stabilnej struktury pentraksynowej CRP i jego długiego okresu półtrwania w osoczu oraz braku zmienności dobowej i zależności od płci i wieku [25].
Pojawia się coraz więcej przekonujących dowodów na to, że białko C-reaktywne nie jest jedynie markerem zapalenia, ale także bezpośrednio uczestniczy w reakcjach zapalnych i sprzyja rozwojowi miażdżycy. Indukuje także wydzielanie IL-6 i endoteliny-1 oraz zmniejsza ekspresję i dostępność biologiczną śródbłonkowej syntazy tlenku azotu w komórkach śródbłonka [26]. U chorych po angioplastyce z implantacją stentu stwierdzenie zwiększonego stężenia białka C-reaktywnego w surowicy potwierdza występowanie miejscowego i systemowego zapalenia [12, 27, 28] i może być markerem ryzyka wystąpienia restenozy [27–29]. Białko C-reaktywne oznaczane metodą ELISA (hs-CRP) u chorych ze stabilną chorobą wieńcową lub z ostrymi zespołami wieńcowymi może być użyteczne jako niezależny czynnik do oceny prawdopodobieństwa nawracających incydentów wieńcowych (w tym zgonu, zawału serca) lub nawrotu zwężenia (restenozy) po przeskórnych interwencjach wieńcowych (PCI) [28, 29].

Interleukina-6 (IL-6)
Do tradycyjnego poglądu, przedstawiającego zwiększone stężenie CRP jako niezależny czynnik zagrożenia restenozą doszły nowsze doniesienia dotyczące roli cytokin zapalnych, czynników wzrostowych i naczyniotwórczych. Badania prowadzone w ostatnich latach wskazują na udział interleukin w procesie restenozy po zabiegach angioplastyki z implantacją stentów do tętnic wieńcowych [16, 17, 30]. Wśród cytokin znaczącą rolę odgrywa interleukina-6 (IL-6), która jest cytokiną o działaniu prozapalnym i ważnym regulatorem reakcji ostrej fazy, a jej działanie niekorzystnie wpływa na układ sercowo-naczyniowy i procesy nawrotu zwężenia po angioplastyce wieńcowej [16, 31].
IL-6 spełnia istotną rolę w przebiegu procesów zapalnych i immunologicznych ustroju. IL-6 jest uwalniana przez aktywowane monocyty, limfocyty, makrofagi, komórki śródbłonka i komórki mięśni gładkich [32]. IL-6 wiąże się z receptorami na powierzchni hepatocytu i jest najsilniejszym bodźcem dla syntezy białka C-reaktywnego (CRP) przez wątrobę [33].
Cytokina ta aktywuje komórki śródbłonka, uczestniczy w procesie adhezji monocytów do śródbłonka i działa chemotaktycznie na pozostałe komórki zapalne [34]. Wyniki przeprowadzonych badań wskazują, że zwiększone stężenia IL-6 i korelujące z nim wartości CRP odzwierciedlają intensywność występującego stanu zapalnego po implantacji stentu do tętnicy wieńcowej [31]. Zabieg angioplastyki wieńcowej i implantacja stentu wywołuje uwalnianie IL-6 do krążenia wieńcowego, indukując odpowiedź zapalną, która odgrywa istotną rolę w późniejszym procesie nawrotu zwężenia (restenozy) [16].

Interleukina-10 (IL-10)
Do cytokin o działaniu przeciwzapalnym należy interleukina-10, która produkowana jest przez limfocyty Th-2,
limfocyty B, monocyty i makrofagi [18]. Charakteryzuje się silnym działaniem hamującym syntezę prozapalnych cytokin IL-1, IL-6, IL-8, TNF-a przez limfocyty Th-1, aktywowane makrofagi i fibroblasty [18, 35–38]. Poza zmniejszeniem wytwarzania prozapalnych cytokin IL-10 hamuje wytwarzanie metaloproteinaz macierzy (MMP) i stymuluje produkcję tkankowego inhibitora metaloproteinazy macierzy-1 (TIMP-1) przez monocyty [39, 40] oraz hamuje proliferację komórek mięśni gładkich
(smooth muscle cells, SMC) w ścianie tętnicy [41]. IL-10 wykazuje działanie hamujące cząsteczki adhezyjne (ICAM-1, VCAM-1) [42] i czynnik tkankowy (TF) [43]. Potwierdzono, że IL-10 in vitro i in vivo zmniejsza aktywność NF-κB, który jest odpowiedzialny za regulację ekspresji cząsteczek prozapalnych, cząsteczek adhezyjnych i chemokin [18, 20, 21].

Wykazano, że podawanie IL-10 w eksperymentalnym modelu angioplastyki balonowej i implantacji stentów u królików istotnie zmniejsza nacieki z makrofagów i przerost błony wewnętrznej [17]. Silne osłabienie rozrostu błony wewnętrznej po implantacji stentów u królików po podaniu rekombinowanej ludzkiej IL-10 (rhu IL-10) oraz jej korzystny profil toksyczności sugerują, że może być pożyteczna terapeutycznie w przeciwdziałaniu restenozie. Ogólnoustrojowe podanie przeciwzapalnej cytokiny rhu IL-10 zmniejszyło stan zapalny oraz przerost błony wewnętrznej po zabiegu angioplastyki i implantacji stentu u królików.
Rezultaty te należy interpretować ostrożnie. Przeniesienie ww. wyników badań na restenozę w tętnicach wieńcowych u ludzi wymaga dalszych badań.
Podsumowanie
Procesy zapalne odgrywają znaczącą rolę w restenozie po implantacji stentu do tętnicy wieńcowej. Identyfikacja czynników zapalnych, takich jak hs-CRP i IL-6 może pomóc w ustaleniu grupy chorych szczególnie zagrożonych wystąpieniem restenozy. W badaniach doświadczalnych wykazano, że przeciwzapalna IL-10 hamuje przerost błony wewnętrznej w implantowanym stencie. Nadzieje związane z leczniczym wykorzystaniem IL-10 w przeciwdziałaniu restenozie w tętnicach wieńcowych u ludzi muszą jednak zweryfikować przyszłe badania kliniczne.

Piśmiennictwo
1. Holmes DR, Berger PB. Complex intervention. W: Textbook of interventional cardiology. Topol EJ (red.). Saunders, Philadelphia 2003; 201.
2. Buszman P. Postępowanie inwazyjne w diagnostyce i leczeniu choroby wieńcowej. W: Kardiologia. Wyd. 2. Szwed H (red.). Medical Science Review 1999; 13-27.
3. Zalewski A. O biologii ściany naczyniowej. Kardiol Pol 2000; 53: 40-42.
4. Kiemeneij F, Serruys P, Macaya C i wsp. Continued benefit of coronary stenting versus balloon angioplasty: five-year clinical follow-up of Benestent-I trial. J Am Coll Cardiol 2001; 37: 1598-1603.
5. Fischman DL, Leon MB, Baim DS i wsp. A randomized comparison of coronary stent placement and balloon angioplasty in the treatment of coronary artery disease: Stent Restenosis Study Investigators. N Engl J Med 1994; 331: 496-501.
6. Lekston A, Krupa H. Planowa angioplastyka wieńcowa. W: Ostre zespoły wieńcowe. Opolski G, Filipiak KJ, Poloński L (red.). Urban & Partner, Wrocław 2002; 332-349.
7. Drzewiecki J. Kardiologia Interwencyjna. W: Leczenie choroby niedokrwiennej serca. Giec L (red.). Via Medica, Gdańsk 2000; 147-184.
8. Dembińska-Kieć A, Dulak J. Rola śródbłonka naczyń w zapobieganiu przebudowie ściany naczyń krwionośnych w przebiegu miażdżycy i po angioplastyce. Kardiol Pol 1998; 48 (supl II): 44-49.
9. Dulak J, Józkowicz A, Guevara I i wsp. Rola tlenku azotu i czynnika proliferacji śródbłonka naczyń w angiogenezie i zapobieganiu restenozie. Kardiol Pol 1999; 1 (supl I): 110-112.
10. Hillegass W, Ohman E, Califf R. Restenosis: the clinical issues. W: Textbook of Interventional Cardiology. Vol. 2. Topol EJ (red.). Saunders Co., Philadelphia 1994; 2: 415-435.
11. Liu MW, Roubin GS, King SB III. Restenosis after coronary angioplasty: Potential biologic determinants and role of intimal hyperplasia. Circulation 1989; 79: 1374-1387.
12. Azar RR, McKay RG, Kiernan FJ i wsp. Coronary angioplasty induces a systemic inflammatory response. Am J Cardiol 1997; 80: 1476-1478.
13. Donal E, Allal J, Christiaens L i wsp. Systemic markers of inflammation after coronary angioplasty. Presse Med 2001; 30: 1701-1705.
14. Smith TP. Atherosclerosis and restenosis: an inflammatory issue. Radiology 2002; 225: 10-12.
15. Farb A, Sangiorgi G, Carter AJ i wsp. Pathology of acute and chronic coronary stenting in humans. Circulation 1999; 99: 44-52.
16. Hojo Y, Ikeda U, Katsuki T i wsp. Interleukin-6 expression in coronary circulation after coronary angioplasty as a risk factor for restenosis. Heart 2000; 84: 9-10.
17. Feldman LJ, Aguirre L, Ziol M i wsp. Interleukin-10 inhibits intimal hyperplasia after angioplasty or stent implantation in hypercholesterolemic rabbits. Circulation 2000; 101: 908-916.
18. Tedgui A, Mallat Z. Anti-inflammatory mechanisms in the vascular wall. Circ Res 2001; 88: 877-887.
19. Rogers C, Welt FG, Karnovsky MJ i wsp. Monocyte recruitment and neoitimal hyperplasia in rabbits: coupled inhibitory effects of heparin. Arterioscler Thromb Vasc Biol 1996; 16: 1312-1318.
20. Lentsch AB, Shanley TP, Sarma V i wsp. In vivo supression of NF-kB and preservation of I kB alfa by interleukin-10 and interleukin-13. J Clin Invest 1997; 100: 2443-2448.
21. Wang P, Wu P, Siegel MI i wsp. Interleukin-10 inhibits nuclear factor (NF-kB) activation in human monocytes. J Biol Chem 1995; 270: 9558-9563.
22. Rogers C, Edelman ER, Simon DI. A mAb to the beta 2-leukocyte integrin Mac-1 (CD 11b/CD 18) reduces intimal thickening after angioplasty or stent implantation in rabbits. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 10134-10139.
23. Libby P, Ridker PM. Novel inflammatory markers of coronary risk: Theory versus practice. Circulation 1999; 100: 1148-1150.
24. Ridker PM. Białko C-reaktywne. Marker stanu zapalnego w określaniu ryzyka choroby niedokrwiennej serca. W: Biomarkery w kardiologii: Współczesne i przyszłe zastosowanie. Adams III JE, Apple FS, Jaffe AS, Wu AHB (red.). D. W. Publishing Co., Pepper Pike OH, USA 2002; 163-173.
25. Piechota W, Piechota W. Białko C-reaktywne o wysokiej czułości w ocenie zagrożenia chorobami układu krążenia. Dade Behring Diagnostics Sp. z o. o., Warszawa 2001.
26. Yeh ETH, Willerson JT. Nadejście epoki białka C-reaktywnego. Wykorzystywanie markerów zapalenia w kardiologii. Circulation (wydanie polskie) 2003; 3: 53-55.
27. Angioi M, Abdelmouttaleb I, Rodriguez RM i wsp. Increased C-reactive protein levels in patients with in-stent restenosis and its implications. Am J Cardiol 2001; 87: 1189-1193.
28. Pearson TA, Mensah GA, Alexander RW i wsp. Markery zapalenia a choroby układu krążenia. Zastosowanie w praktyce klinicznej i publicznej opiece zdrowotnej. Stanowisko naukowe AHA/CDC. Circulation (wydanie polskie) 2003; 3: 101-116.
29. Walter DH, Fichtlscherer S, Sellwig M i wsp. Preprocedural C-reactive protein levels and cardiovascular events after coronary stent implantation. J Am Coll Cardiol 2001; 37: 839-846.
30. Tashiro H, Shimokawa H, Sadamatsu K i wsp. Role of cytokines in the pathogenesis of restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. Coron Artery Dis 2001; 12: 107-113.
31. Suzuki T, Ishiwata S, Hasegawa K i wsp. Raised interleukin-6 concentrations as a predictor of postangioplasty restenosis. Heart 2000; 83: 578.
32. Hirano T. Interleukin 6 and its receptor: ten years later. Int Rev Immunol 1998; 16: 249-284.
33. Gwechenberger M, Mendoza LH, Youker KA i wsp. Cardiac myocytes produce interleukin-6 in culture and in viable border zone of reperfused infarctions. Circulation 1999; 99: 546-551.
34. Kanda T, Inoue M, Kotajima N i wsp. Circulating interleukin-6 and interleukin-6 receptors in patients with acute and recent myocardial infarction. Cardiology 2000; 93: 191-196.
35. Bogdan C, Vodovotz Y, Nathan C. Macrophage deactivation by interleukin-10. J Exp Med 1991; 174: 1549-1555.
36. De Waal Malefyt R, Abrams J, Bennett B i wsp. Interleukin 10 (IL-10) inhibits cytokine sythesis by human monocytes: an autoregulatory role of IL-10 produced by monocytes. J Exp Med 1991; 174: 1209-1220.
37. Fiorentino DF, Zlotnik A, Mosmann TR i wsp. IL-10 inhibits cytokine production by activated macrophages. J Immunol 1991; 147: 3815-3822.
38. Seitz M, Loetscher P, Dewald B. IL-10 differentially regulates cytokine inhibitor and chemokine release from blood mononuclear cells and fibroblasts. Eur J Immunol 1995; 25: 1129-1132.
39. Lacraz S, Nicod LP, Chicheportiche R i wsp. IL-10 inhibits metalloproteinase and stimulates TIMP-1 production in human mononuclear phagocytes. J Clin Invest 1995; 96: 2304-2310.
40. Mostafa Mtairag E, Chollet-Martin S, Oudghiri M i wsp. Effects of interleukin-10 on monocyte/endothelial cell adhesion and MMP-9/TIMP-1 secretion. Cardiovasc Res 2001: 49: 882-890.
41. Selzman CH, Meldrum DR, Cain BS i wsp. Interleukin-10 inhibits postinjury tumor necrosis factor – mediated human vascular smooth muscle proliferation. J Surg Res 1998; 80: 352-356
42. Krakauer T. Interleukin-10 inhibits the adhesion of leukocytic cells to interleukin-1 – activated human endothelial cells. Immunol Lett 1994; 45: 61-65.
43. Pinderski Oslund LJ, Hedrick CC, Olvera T i wsp. Interleukin 10 blocks atherosclerotic events in vitro and in vivo. Arterioscler Thromb Vasc Biol 1999; 19: 2847-2853.