eISSN: 2084-9850
ISSN: 1897-3116
Pielęgniarstwo Chirurgiczne i Angiologiczne/Surgical and Vascular Nursing
Bieżący numer Archiwum O czasopiśmie Rada naukowa Recenzenci Bazy indeksacyjne Prenumerata Kontakt Zasady publikacji prac
2/2015
 
Poleć ten artykuł:
Udostępnij:
więcej
 
 

Zalecenia profilaktyki zakażeń miejsca operowanego w okresie pooperacyjnej opieki pielęgniarskiej na oddziałach zabiegowych

Maria T. Szewczyk
,
Paulina Mościcka
,
Justyna Cwajda-Białasik
,
Arkadiusz Jawień
,
Eugenia Gospodarek
,
Aleksander Deptuła
,
Maria Kózka
,
Jacek Szopiński
,
Agnieszka Mikucka
,
Katarzyna Cierzniakowska
,
Aleksandra Popow
,
Elżbieta Kozłowska
,
Bartosz Fórmankiewicz
,
Małgorzata Rucińska

Pielęgniarstwo Chirurgiczne i Angiologiczne; 2: 73-91
Data publikacji online: 2015/07/06
Plik artykułu:
Pobierz cytowanie
ENW
EndNote
BIB
JabRef, Mendeley
RIS
Papers, Reference Manager, RefWorks, Zotero
AMA
APA
Chicago
Harvard
MLA
Vancouver
 
 

Wstęp

Niepokojącym zjawiskiem jest obserwowana w ostatnich latach narastająca oporność bakterii na antybiotyki. Ogranicza ona możliwości skutecznej terapii zakażeń szpitalnych, w tym zakażenia miejsca operowanego (ZMO), i sprzyja rozprzestrzenianiu się szczepów szpitalnych. Z jednej strony zaleca się racjonalne wykorzystywanie antybiotyków, a z drugiej zapobieganie sytuacjom wymagającym ich stosowania. Najskuteczniejszy i zarazem najtańszy sposób walki z antybiotykoopornością stanowi profilaktyka i kontrola chorób zakaźnych oraz zakażeń szpitalnych, w tym ZMO. Bieżące rekomendacje Centrum Zwalczania i Zapobiegania Chorobom (Centers for Disease Control and Prevention – CDC) podkreślają znaczenie kilku składowych w profilaktyce ZMO. Należą do nich m.in. optymalne przygotowanie chorego do zabiegu, technika operacyjna, przestrzeganie przez personel medyczny zasad aseptyki oraz kompleksowe postępowanie pooperacyjne [1–3].

Zalecenie 1.
Transport chorego z bloku operacyjnego powinien się odbywać na przydzielonym choremu na oddziale łóżku z czystą bielizną pościelową.

Uzasadnienie

Okres pooperacyjny rozpoczyna się z chwilą przejęcia chorego z bloku operacyjnego i przekazania go na oddział intensywnej opieki medycznej lub oddział chirurgiczny [4]. Uważa się, że najbezpieczniejszym i higienicznym środkiem transportu chorego pomiędzy oddziałem szpitalnym a blokiem operacyjnym jest łóżko przydzielone choremu na oddziale. Korzystanie z wózka lub łóżka transportowego wiąże się z koniecznością każdorazowej dezynfekcji. W profilaktyce zakażeń szpitalnych przewożenie kilku chorych tym samym „brudnym” wózkiem jest zabronione. Przed zabiegiem chirurgicznym chorego należy zawieźć na czystym łóżku do śluzy bloku operacyjnego, w której zostaje on przełożony np. na mobilny stół operacyjny lub czyste łóżko i transportowany na blat stołu operacyjnego zgodnie ze standardami obowiązującymi na bloku operacyjnym. W przypadku zabiegów planowych niedopuszczalne jest wjeżdżanie łóżkiem z oddziału bezpośrednio do sali operacyjnej. W obrębie traktu operacyjnego obowiązują określone zasady transportu chorych [5, 6].

Implikacje praktyczne

Transport chorego z bloku operacyjnego na oddział odbywa się na czystym łóżku i zgodnie z obowiązującą procedurą.

Zalecenie 2.
W czasie transportu i w bezpośrednim okresie pooperacyjnym należy zapobiegać wystąpieniu u chorego hipotermii.

Uzasadnienie

Obniżenie temperatury ciała chorego w trakcie i po zabiegu chirurgicznym wiąże się z opóźnieniem gojenia rany [7, 8]. Hipotermia prowadzi do hipoksji tkanek i zwiększa ryzyko ZMO [5, 6]. Częstość występowania ZMO przy temperaturze ciała ok. 34°C wynosiła 19% w porównaniu z 6% u chorych z normotermią 36,6°C. Autorzy podają, że okołooperacyjne ogrzewanie chorych poddawanych np. mastektomii charakteryzowało się podobną skutecznością w zapobieganiu ZMO co profilaktyka antybiotykowa [6].
Największy spadek temperatury ciała utrzymuje się zwykle do ok. 1 godziny po zabiegu chirurgicznym. W tym czasie zaleca się ochronę pacjenta przed utratą ciepła poprzez okrycie dodatkowym kocem, ogrzewanie płynów infuzyjnych do temperatury 37°C oraz zapewnienie optymalnych warunków mikroklimatu w sali chorych, w tym temperatury otoczenia ok. 21°C [4, 9]. W przypadku wystąpienia dreszczy należy rozważyć zasadność zastosowania tlenoterapii [4, 5, 10].

Implikacje praktyczne

Pacjent z bloku operacyjnego jest transportowany na oddział w ogrzanym łóżku, okryty dodatkowym kocem. Na oddziale pielęgniarka odpowiedzialna za opiekę nad chorym kontroluje temperaturę ciała, obserwuje zachowanie chorego, zabarwienie i ucieplenie skóry oraz dokonuje pomiarów tętna i ciśnienia tętniczego. Zapewnia wilgotność sali na poziomie 60% i temperaturę ok. 21–24°C. Jeśli temperatura ciała wynosi 35°C, stosuje się ogrzewanie wymuszone obiegiem powietrza, elektryczne podkłady, koce grzewcze oraz zakłada choremu skarpety bawełniane. Podczas podawania płynów infuzyjnych stosuje się system ich ogrzewania do temperatury 37°C, a podczas podawania płynów irygacyjnych do 38–40°C.

Zalecenie 3.
Każdy chory powinien mieć utrzymane optymalne wartości glikemii.

Uzasadnienie W przebiegu cukrzycy wykazano dwu-, a nawet trzykrotny wzrost ryzyka ZMO i komplikacji związanych z zakażeniem. Prawdopodobieństwo rośnie wraz z nasileniem hiperglikemii w okresie okołooperacyjnym. Zgodnie z zaleceniami CDC poziom glikemii poposiłkowej przed zabiegiem powinien być utrzymany na poziomie < 200 mg/dl [2]. Amerykańskie Towarzystwo Diabetologiczne (American Diabetes Association – ADA) za optymalne wartości przed zabiegiem chirurgicznym uważa poziom hemoglobiny glikozylowanej (HbA1c) < 7%, średnie stężenie glukozy przed posiłkiem 90–130 mg/dl oraz po posiłku < 180 mg/dl [11]. W celu uzyskania wyrównania metabolicznego i optymalizacji parametrów biochemicznych Polskie Towarzystwo Diabetologiczne zaleca przyjęcie chorego na cukrzycę do szpitala na ok. 2–3 dni przed planowanym zabiegiem chirurgicznym [2, 12].
W okresie pooperacyjnym nieznaczne zwiększenie stężenia glukozy we krwi powyżej normy stanowi element naturalnej reakcji metabolicznej na uraz, niezależnie od współistniejącej cukrzycy. W efekcie dochodzi do uwolnienia cytokin prozapalnych i większej podatności organizmu na zakażenie [10]. Wykazano, że kontrola stężenia glukozy we krwi i utrzymanie jej na właściwym poziomie, zarówno przed zabiegiem, jak i po operacji, zmniejsza ryzyko ZMO. Zgodnie z zaleceniami Polskiego Towarzystwa Diabetologicznego u chorych na cukrzycę do czasu podjęcia normalnego żywienia optymalny poziom glikemii wynosi 100–180 mg/dl [12]. U chorych bez cukrzycy zaleca się utrzymanie podobnych wartości glikemii, np. zgodnie z protokołem portlandzkim, po operacji kardiochirurgicznej optymalna glikemia wynosi 100–150 mg/dl [13].

Implikacje praktyczne

Pielęgniarka odpowiedzialna za opiekę nad chorym prowadzi stałą obserwację i dokonuje pomiaru stężenia glukozy we krwi w celu wczesnego rozpoznania objawów hiper- i hipoglikemii. W przypadku wystąpienia zaburzeń metabolicznych współpracuje z zespołem w zakresie podejmowania interwencji diagnostycznych i terapeutycznych.

Zalecenie 4.
Rany pooperacyjne zamykane szwem pierwotnym należy chronić przynajmniej do 24–48 godzin sterylnym opatrunkiem.

Uzasadnienie

Czyste rany pooperacyjne zamyka się zwykle za pomocą nici, zszywek, a czasami kleju tkankowego i zabezpiecza się ranę jałowym opatrunkiem [14, 15]. Najczęściej stosuje się opatrunki tzw. suche, w postaci gazy, włókniny lub kompresy złożone z absorbentem, umocowane do skóry zwykłym przylepcem chirurgicznym, np. z włókniny. Zadaniem opatrunku pooperacyjnego jest przede wszystkim zapewnienie ranie bariery ochronnej, m.in. przed kontaminacją, zakażeniem i urazem, a także wchłanianie wysięku i wydzieliny z rany. Powyższe funkcje opatrunek pełni przynajmniej do czasu przywrócenia ciągłości uszkodzonego naskórka, tj. w przypadku ran gojących się przez rychłozrost, ok. 48 godzin po zabiegu chirurgicznym [15, 16]. Naskórek zamyka wrota potencjalnego zakażenia i chroni ranę przed wpływem czynników zewnętrznych, m.in. zanieczyszczeń, ale również powietrza (ekspozycja np. podczas zmiany opatrunku), wody (ekspozycja np. podczas kąpieli) i innych [17]. W praktyce, z różnych względów, ranę osłania się dłużej, np. do czasu zdjęcia szwów.
Zgodnie z zaleceniami NICE (National Institute for Health and Care Excellence) [10] oraz CDC [2, 18] nie ma konieczności dłuższego stosowania opatrunków na ranę gojącą się bez powikłań. W badaniu [19] porównującym efekty 7-dniowego i 48-godzinnego zaopatrzenia rany pooperacyjnej opatrunkiem gazowym nie wykazano znamiennych statystycznie różnic w częstości występowania powikłań infekcyjnych. W porównywanych grupach zmiany opatrunków dokonywano raz dziennie. Ocena dotyczyła wyłącznie czystych ran chirurgicznych, zamykanych szwem pierwotnym i zaopatrzonych sterylną gazą. Systematyczny przegląd piśmiennictwa [15] potwierdził, że zarówno wczesne (do 48 godzin), jak i późne (powyżej 48 godzin) odsłonięcie rany nie wpływało znamiennie na ryzyko ZMO. W 30-dniowej obserwacji nie wykazano znamiennych różnic międzygrupowych w częstości zakażeń powierzchownych miejsca operowanego, częstości rozejścia się brzegów rany i ewentracji oraz innych miejscowych powikłań.
Podkreśla się natomiast, że wczesne usunięcie opatrunku z rany (dotyczy opatrunków gazowych) jest ekonomiczne, ponieważ ogranicza koszty materiałów, skraca całkowity czas opieki pielęgniarskiej i czas hospitalizacji [15, 19]. Zdaniem autorów [19] wczesne odkrycie rany zachęca chorych do samodzielnego wykonywania czynności higienicznych oraz szybkiej aktywizacji. W przypadku ran o dużym ryzyku zakażenia i zakażonych należy postępować zgodnie z zaleceniami Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran [17].

Implikacje praktyczne

Ranę zamykaną szwem pierwotnym należy chronić sterylnym opatrunkiem do ok. 48 godzin po zabiegu chirurgicznym. Decyzję o usunięcia opatrunku podejmuje się indywidualnie, uwzględniając aspekty kliniczne, ekonomiczne, a także komfort chorego.
W przypadku ran gojących się wtórnie, powikłanych, zagrożonych ryzykiem zakażenia i/lub zakażonych może być uzasadnione dłuższe stosowanie opatrunku. Konieczność dłuższego pozostawienia opatrunku wynika z zastosowania miejscowych środków leczniczych lub opatrunków specjalistycznych i antybakteryjnych.

Zalecenie 5.
Opatrunek na ranie pooperacyjnej należy zmieniać w pomieszczeniu bezpiecznym dla chorego pod względem mikrobiologicznym.

Uzasadnienie

Pomieszczenie, w którym powietrze ma mniej niż 10 komórek bakterii w 1 m3, uznaje się za pomieszczenie bezpieczne dla chorego [20]. W obszarach medycznych wyróżnia się cztery strefy sanitarne. Sale chorych należą do II strefy „ogólnej czystości medycznej”, a gabinety zabiegowe i opatrunkowe zaliczane są do strefy III – „czystości zmiennej”. Strefy te wykazują zróżnicowane zanieczyszczenie drobnoustrojami chorobotwórczymi i wymagają zróżnicowanych działań sanitarnych. W strefie II podstawowym zabiegiem sanitarnym jest mycie, a w strefie III mycie połączone z dezynfekcją. W ograniczaniu rozprzestrzeniania się drobnoustrojów chorobotwórczych znaczenie ma stosowanie skutecznych środków myjąco-dezynfekujących oraz ścisłe przestrzeganie zasad reżimu sanitarnego. Zmiana opatrunku w gabinecie zabiegowym umożliwia eliminowanie źródeł zakażenia rany, jakim może być: otoczenie pacjenta w sali chorych, inni chorzy i ich otoczenie oraz skontaminowane powietrze. Umożliwia również przecięcie dróg zakażenia poprzez przeprowadzenie dezynfekcji pomieszczeń po zmianie opatrunku u jednego chorego, a przed następnym. Minimalizacja ryzyka zakażenia wymaga rozdziału procedur czystych i septycznych [21–23].

Implikacje praktyczne

Zmianę opatrunku należy wykonywać w warunkach aseptycznych.

Zalecenie 6.
U chorych ze zwiększonym ryzykiem zakażenia miejsca operowanego należy rozważyć zastosowanie specjalistycznych opatrunków chirurgicznych do zaopatrzenia rany pooperacyjnej.

Uzasadnienie

Przegląd 5 kontrolowanych badań klinicznych z randomizacją dokonany w 2008 r. przez NICE [24] nie wykazał znamiennych statystycznie zależności ryzyka ZMO od rodzaju opatrunku. Również dane pochodzące z przeglądów, w tym Cochrane z 2011 r. [25] i przeglądu z 2012 r. [26], nie dają przekonujących dowodów na przewagę któregoś z prostych opatrunków w zapobieganiu infekcjom pooperacyjnym. Wyniki poszczególnych badań poddano jednak ostrożnej interpretacji z powodu małej liczebności grup i ryzyka błędu statystycznego. Ograniczeniem w uogólnieniu wniosków był fakt, że dotyczyły one analizy ran o zróżnicowanym stopniu czystości mikrobiologicznej, stosowania zróżnicowanej profilaktyki antybiotykowej i innych [25, 26]. Autorzy [26] podkreślają, że tylko w pojedynczych badaniach wykazano przewagę wybranych opatrunków specjalistycznych (np. błon poliuretanowych, opatrunków hydrokoloidowych) nad standardowymi kompresami gazowymi. W jednym z badań obserwowano znamienne różnice częstości występowania ZMO powierzchownych tkanek w ranach zaopatrzonych opatrunkiem poliuretanowym i gazowym [27]. Znamienne różnice dotyczyły raczej wpływu na ryzyko powikłań nieinfekcyjnych, takich jak np. atraumatyczność, lepsza tolerancja przez chorego i zmniejszenie dolegliwości bólowych [26]. Nie wykazano różnic dotyczących częstości występowania zakażeń głębokich i narządowych.
W ostatnich latach do praktyki chirurgicznej wprowadzono nowe specjalistyczne opatrunki pooperacyjne [11, 28, 29]. Różnią się one od pierwszych opatrunków specjalistycznych (jak np. hydrokoloidy, błony poliuretanowe) techniką wykonania, łączącą cechy kilku warstw materiału. Warstwa przylegająca bezpośrednio do rany ma właściwości chłonne, a zewnętrzna właściwości okluzyjne i podtrzymujące opatrunek. Specjalistyczne opatrunki chirurgiczne zapewniają gojenie rany w optymalnym, wilgotnym środowisku, bez tworzenia strupa, dotychczas zalecanym głównie w gojeniu ran przewlekłych. W kilku prospektywnych badaniach klinicznych z randomizacją potwierdzono ich korzystny wpływ na proces gojenia ran pooperacyjnych [11, 28–30]. W badaniu [11] przeprowadzonym na grupie ponad 400 chorych z czystą raną chirurgiczną po planowym zabiegu chirurgicznym porównywano specjalistyczny opatrunek chirurgiczny z nieprzepuszczalnej błony poliuretanowej i warstwy chłonnej z tradycyjnym kompresem gazowym. Ryzyko ZMO było znamiennie niższe w przypadku ran zaopatrzonych opatrunkiem specjalistycznym. W tej grupie znamiennie rzadziej niż w przypadku ran zaopatrzonych gazą występowało powierzchowne zakażenie rany (1,4% vs 6,6%) pęcherze wokół rany (2,3% vs 8,7%) i miejscowy rumień (2,8% vs 12,2%). Inne badanie [28, 29] obejmowało 428 chorych po zabiegach ortopedycznych (endoprotezoplastyka stawu biodrowego i kolanowego). Porównanie dwóch metod zaopatrzenia rany pooperacyjnej wykazało przewagę opatrunku specjalistycznego wykonanego techniką Jubilee nad standardowym opatrunkiem z gazy.
Przykładem specjalistycznego opatrunku chirurgicznego są materiały wykonane techniką Jubilee, która stanowi połączenie technologii Hydrofiber® i hydrokoloidu w jednym opatrunku. Centralną część stanowi hydrowłóknista warstwa chłonna, przeszyta nylonem, bezpośrednio pokrywająca miejsce cięcia operacyjnego. Warstwa hydrokoloidowa utrzymuje opatrunek na miejscu, a zewnętrzna błona stwarza szczelną barierę dla drobnoustrojów. Wodoodporność umożliwia kąpiel i hydroterapię w bezpośrednim okresie pooperacyjnym. Opatrunek sprzyja również efektywnej rehabilitacji i aktywizacji, ponieważ jego elastyczność i dostosowanie do rany (np. na kończynie, w okolicy stawu) zapewnia swobodne poruszanie się chorego. Specjalistyczne opatrunki chirurgiczne przeznaczone są do zaopatrzenia ran chirurgicznych zamykanych pierwotnie, także u chorych z ryzykiem ZMO [28–30].

Implikacje praktyczne

Preferowaną metodą zaopatrzenia rany pooperacyjnej u chorych z obecnością licznych miejscowych i ogólnych czynników ryzyka ZMO są specjalistyczne opatrunki chirurgiczne.

Zalecenie 7.
Podczas zmiany opatrunków rany pooperacyjnej zaleca się bezdotykową technikę aseptyczną.

Uzasadnienie

W celu zapobieżenia wprowadzeniu do rany drobnoustrojów z otoczenia rąk personelu, powierzchni i narzędzi zaleca się bezdotykową technikę aseptyczną (aseptic non touch technique) podczas zmiany opatrunków na ranie i w miejscu wyprowadzenia drenu [10]. Obecnie jest ona standardową metodą postępowania podczas wykonywania większości procedur zabiegowych związanych z ryzykiem zakażenia, np. cewnikowaniem, zabiegami w obrębie dostępu naczyniowego czy pielęgnacją rany pooperacyjnej. Zasadą techniki bezdotykowej jest identyfikacja tzw. kluczowych elementów, które podczas wykonywania czynności zabiegowej należy chronić przed dotknięciem i skażeniem mikrobiologicznym. Należą do nich zarówno tzw. keyparts, czyli części ekwipunku (sprzętu, zestawu opatrunkowego), jak np. chwytna część pęsety, ostrze skalpela, warstwa kontaktowa opatrunku oraz keysites, czyli kluczowe miejsca lub obszary na ciele pacjenta, do których należy np. rana pooperacyjna. Zastosowanie bezdotykowej techniki aseptycznej w praktyce obejmuje również higieniczne mycie i dezynfekcję rąk, przygotowanie sterylnego pola na sprzęt medyczny i materiały oraz zachowanie właściwej kolejności etapów podczas zmiany opatrunku [31]. Etapy postępowania podczas zmiany opatrunku czystej rany pooperacyjnej w gabinecie zabiegowym z wykorzystaniem aseptycznej techniki bezdotykowej przedstawiono w załączniku nr 1.
Zastosowanie aseptycznej techniki bezdotykowej obowiązuje również podczas każdej czynności zabiegowej wykonywanej w obrębie dostępu naczyniowego, m.in. podczas kaniulacji żył (obwodowych, centralnych) lub tętnic, w trakcie podłączania zestawu do przetoczeń, podawania leków, zmiany opatrunku, a także podczas usuwania kaniuli [32, 33]. Za punkty krytyczne, które należy uwzględnić podczas stosowania aseptycznej techniki bezdotykowej uznaje się: ujście linii lub kaniuli po odłączeniu koreczka zabezpieczającego lub zestawu do przetoczeń, końcówkę strzykawki oraz ujście zestawu do przetoczeń, które będzie podłączone do linii. Zasady pielęgnacji i profilaktyki powikłań septycznych związanych z dostępem naczyniowym przedstawiono w załączniku nr 2. Działania związane z obserwacją, zakładaniem, wymianą i pielęgnacją linii naczyniowych należy zawsze opisać w dokumentacji medycznej.

Implikacje praktyczne

Znajomość aseptycznej techniki bezdotykowej i przyjęcie jej w formie standardu obowiązującego m.in. podczas zmiany opatrunków, kaniulacji żył i pielęgnacji miejsc dostępu naczyniowego może znacząco obniżyć występowanie zakażeń związanych z opieką zdrowotną, w tym ZMO. Nieodzownym warunkiem jej skutecznego wdrożenia jest okresowa procedura sprawdzania prawidłowości zastosowania (audyt).
Stosowanie podczas zmiany opatrunków rany pooperacyjnej bezdotykowej techniki aseptycznej może znacząco obniżyć występowanie ZMO. Pielęgniarka oddziałowa lub koordynująca powinna okresowo kontrolować jej prawidłowe stosowanie.

Zalecenie 8.
Ranę gojącą się pierwotnie powinno się fizyczne oczyszczać za pomocą sterylnego roztworu soli fizjologicznej bez stosowania rutynowego środków o działaniu przeciwbakteryjnym.

Uzasadnienie

W ranach bez objawów infekcji wystarcza fizyczne oczyszczenie za pomocą roztworu wodnego, np. lawaseptyku bez substancji leczniczych [10, 34]. Zarówno NICE, jak i PTLR rekomenduje, aby po zabiegu chirurgicznym (zwykle do 48 godzin) do przemywania ran gojących się pierwotnie stosować sterylny roztwór soli fizjologicznej [10, 17, 34], płyn Ringera lub płyn wieloelektrolitowy [34]. Ich działanie jest wystarczające, by mechanicznie usunąć z rany i jej okolicy drobnoustroje, nadmiar krwi i wysięku oraz nekrotyczne tkanki. Utrzymanie higieny rany wpływa również na dobre samopoczucie chorego [10].
Do grupy preparatów o miejscowym działaniu przeciwdrobnoustrojowym należą lawaseptyki z dodatkiem substancji antybakteryjnej (np. roztwór wodny dichlorowodorku octenidyny) oraz antyseptyki. Działanie lawaseptyków polega na oczyszczeniu rany i fizycznej eradykacji możliwie jak największej liczby drobnoustrojów. Z kolei antyseptyk ma na celu zabicie i zahamowanie wzrostu drobnoustrojów kolonizujących lub infekujących ranę [34]. Stosowanie powyższych preparatów jest uzasadnione u chorych z ryzykiem ZMO, z raną skażoną oraz zagrożoną ryzykiem infekcji [34–36]. Stosowanie preparatów przeciwdrobnoustrojowych w leczeniu ZMO powinno się opierać na zasadach zawartych w aktualnych zaleceniach, m.in. Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran [34].

Implikacje praktyczne

Do oczyszczenia rany gojącej się pierwotnie wystarczy stosować sterylny roztwór soli fizjologicznej, płyn Ringera lub płyn wieloelektrolitowy. Preparaty zawierające aktywny środek przeciwdrobnoustrojowy stosuje się do oczyszczenia rany zakażonej lub zagrożonej ryzykiem infekcji.

Zalecenie 9.
U chorych z objawami zakażenia lub zahamowania gojenia się rany należy dokonać oceny mikrobiologicznej. Próbki do badania mikrobiologicznego należy pobrać po dokładnym oczyszczeniu rany za pomocą dwóch wymazówek.

Uzasadnienie

Badanie mikrobiologiczne powinno być wykonane tylko w przypadku występowania objawów zakażenia rany lub opóźnienia jej gojenia, a w szczególności w sytuacjach:
• gdy zachodzi konieczność antybiotykoterapii,
• w zakażeniach o cięższym przebiegu,
• gdy istnieje podejrzenie zakażenia drobnoustrojem lekoopornym (chorzy wielokrotnie hospitalizowani lub leczeni na oddziale o wysokim ryzyku zakażeń z udziałem wielolekoopornych drobnoustrojów),
• w przypadku uczulenia na antybiotyki pierwszego rzutu zalecane w terapii empirycznej ZMO [37].
Etapy zakażenia rany [38] przedstawiono w tabeli 1. Pobranie próbek do badania mikrobiologicznego za pomocą dwóch wymazówek daje możliwość wykonania zarówno preparatu bezpośredniego, jak i hodowli mikrobiologicznej.
Klasyczne metody mikrobiologiczne (preparat bezpośredni, hodowla, antybiogram) mają kluczowe znaczenie w podjęciu decyzji o antybiotykoterapii i są przydatne jedynie w przypadku wspólnego podejścia i właściwego rozumienia problemu przez lekarza i mikrobiologa [38].
Niezależnie od rodzaju wykonywanego badania mikrobiologicznego (badanie jakościowe – najczęściej wymaz, badanie ilościowe – bioptat) rana przed pobraniem materiału do badania powinna być oczyszczona, a po pobraniu próbka odpowiednio zabezpieczona. Jeśli nie jest możliwe dostarczenie próbki do laboratorium mikrobiologicznego bezpośrednio po pobraniu, powinna być zabezpieczona w podłożu transportowym [37, 39, 40]. Wśród metod stosowanych w diagnostyce mikrobiologicznej ZMO wyróżnia się [39, 41–44]:
1) badanie mikroskopowe – preparat bezpośredni barwiony metodą Grama:
• czas oczekiwania na wynik: 10–30 min od czasu rozpoczęcia wykonania preparatu:
– badanie jakościowe: rodzaj materiału – wymaz z rany, ropa, aspirat (płyn) z rany, fragment tkanki,
– koreluje z wynikami hodowli, gdy liczba drobnoustrojów wynosi minimum 105 j.t.k./g tkanki (j.t.k. – jednostek tworzących kolonię) lub mm3 ropy; przydatny szczególnie w zakażeniach ran czystych, monoetiologicznych; czułość 38%, swoistość 90%;
2) hodowla:
• czas oczekiwania na wynik: 24–48 godzin od czasu założenia hodowli, 2–5 dni w przypadku hodowli bakterii beztlenowych,
• badanie jakościowe/półilościowe:
– rodzaj materiału: wymaz z pogranicza i środkowej części rany, ropa, fragment tkanki, krew (gdy podejrzenie uogólnienia zakażenia),
– przydatne, gdy obecne są objawy zakażenia rany i/lub zahamowanie gojenia rany; metoda prosta, tania i nieinwazyjna, umożliwia wykazanie obecności potencjalnych patogenów oraz ocenę różnorodności drobnoustrojów (wskaźnik bakteryjnego „obciążenia” rany),
– dodatni wynik posiewu krwi wskazuje na rozprzestrzenienie zakażenia, szczególnie gdy z posiewu z rany izolowano ten sam gatunek drobnoustroju,
• badanie ilościowe (j.t.k./g tkanki lub mm3 ropy):
– rodzaj materiału: bioptat z rany,
– umożliwia różnicowanie zanieczyszczenia od kolonizacji i zakażenia, metoda inwazyjna, potencjalnie urazowa dla chorego, czasochłonna.

Implikacje praktyczne

Pielęgniarka pobiera odpowiedni materiał do badania mikrobiologicznego, w celu izolacji czynnika etiologicznego zakażenie i ustalenia wrażliwości na odpowiedni rodzaj antybiotyków. Sposób pobierania materiału, zabezpieczenie materiału i transport musi być uzgodniony z pracownią mikrobiologiczną. Ścisła współpraca mikrobiologa i lekarza umożliwia prawidłową interpretację wyniku badania mikrobiologicznego, która może zapewnić pacjentowi szybkie i skuteczne wdrożenie antybiotykoterapii celowanej.

Zalecenie 10.
Chory po zabiegu chirurgicznym powinien być zachęcany do wczesnego korzystania z prysznica lub kąpieli całego ciała.

Uzasadnienie

Podejmując kąpiel całego ciała, chorzy mogą się obawiać drażniącego wpływu wody lub mydła na skórę i maceracji okolicy rany. W obawie przed powikłaniami miejscowymi i zaburzeniami gojenia zwykle zaleca się utrzymanie rany w całkowitej suchości i podejmowanie kąpieli całego ciała po upływie drugiej doby pooperacyjnej lub później [16]. W skrajnych przypadkach zalecenie „unikania kąpieli” i „zmoczenia rany” może dotyczyć nawet kilku lub kilkunastu dni, do momentu zdjęcia lub po usunięciu szwów. Liczne badania wskazują, że wczesny pooperacyjny prysznic nie zwiększa ryzyka zakażenia rany i nie wpływa na przebieg procesu gojenia [16, 17, 45].
W badaniu przeprowadzonym w grupie chorych po planowym zabiegu chirurgicznym w obrębie stopy i stawu skokowego, którym zalecono codzienne wykonywanie prysznica już podczas pierwszej wizyty pooperacyjnej, nie wykazano znamiennego wpływu kąpieli na częstość i nasilenie powikłań infekcyjnych. Prysznic wykonywano z użyciem wody z kranu i zwykłego mydła, unikając jednak celowego zanurzania w wodzie i moczenia operowanej stopy. Pierwsza ekspozycja rany na działanie wody miała miejsce średnio 4 dni po operacji [45]. Podobne wyniki uzyskano w grupie chorych na cukrzycę [46].
Z przeglądu badań [13, 15] wynika, że chorzy mogą samodzielnie wykonać prysznic lub kąpiel całego ciała nawet 12 godzin po zabiegu chirurgicznym lub wcześniej, jeśli pozwala na to ich samopoczucie i ogólny stan psychofizyczny. Odkrycie rany nawet w pierwszych 2 dobach pooperacyjnych, poprzez zdjęcie opatrunku i jej zmoczenie podczas czynności higienicznych, nie ma wpływu ma ryzyko ZMO [16, 17, 45].
Chory w bezpośrednim okresie pooperacyjnym korzystający z prysznica lub kąpieli powinien przestrzegać kilku zasad:
• usunąć opatrunek gazowy z rany bezpośrednio przed kąpielą – kąpiel w opatrunku dotyczy wyłącznie materiałów wodoodpornych, np. specjalistycznych opatrunków chirurgicznych,
• myć się w wodzie o optymalnej temperaturze – ok. 37oC, zalecane z dodatkiem substancji o potwierdzonym działaniu antybakteryjnym i przeciwgrzybiczym (np. chlowodorek octenidyny oraz inne antyseptyki o potwierdzonym naukowo działaniu biobójczym),
• stosować łagodne środki myjące – płynne mydła lub żele myjące o kwaśnym pH lub kosmetyki dla niemowląt; nie stosować środków z dodatkiem kosmetycznych barwników, konserwantów, środków zapachowych oraz szarego mydła w kostce, ze względu na wysokie pH i właściwości wysuszające skórę,
• używać do mycia okolic rany jednorazowej myjki (innej niż do mycia ciała) lub ręki; niewskazane jest używanie gąbki wielorazowego użytku, będącej siedliskiem drobnoustrojów, złuszczonego naskórka, kurzu i zanieczyszczeń,
• unikać celowego moczenia rany i innych form długotrwałego zanurzenia ciała w wodzie, jeśli chory nie stosuje opatrunków wodoodpornych, kąpiel w wannie, pływanie w basenie, hydroterapia mogą być stosowane dopiero po wygojeniu rany,
• osuszyć okolicę rany delikatnie i dokładnie jednorazowym ręcznikiem lub ręcznikiem przeznaczonym tylko do tego celu,
• zabezpieczyć ranę jałowym opatrunkiem.

Implikacje praktyczne

Czynności higieniczne podejmowane przez chorego we wczesnym okresie pooperacyjnym zapobiegają gromadzeniu się potu i brudu na ciele oraz w okolicy rany. Prysznic lub kąpiel w bieżącej wodzie wielu chorym daje większe poczucie komfortu i czystości niż toaleta ciała wykonana w łóżku. Ponadto szybkie uruchomienie chorego zmniejsza ryzyko powstania innych powikłań pooperacyjnych i zwiększa niezależność chorego w samoopiece.

Zalecenie 11.
W opiece nad chorym należy przestrzegać zasad higieny rąk.

Uzasadnienie

Właściwa higiena rąk personelu jest jednym z najważniejszych działań zapobiegających szerzeniu się zakażeń szpitalnych [47]. W wytycznych Światowej Organizacji Zdrowia dotyczących higieny rąk w placówkach opieki medycznej [48] wskazano na zanieczyszczone ręce personelu medycznego jako najczęstszą drogę transmisji zakażeń szpitalnych. W wielu badaniach klinicznych potwierdzono znaczenie rąk personelu w przenoszeniu drobnoustrojów chorobotwórczych między pacjentami lub między środowiskiem oddziału a pacjentem [23, 49]. Przestrzeganie procedury higienicznego mycia i dezynfekcji rąk dla pracowników medycznych jest jednym z głównych obowiązków w opiece nad pacjentem, natomiast dla pacjenta jest jednym z podstawowych jego praw.
Personel medyczny jest zobowiązany do przeprowadzenia procedury higienicznego mycia rąk zgodnie z normą PN-EN 1499 oraz procedury higienicznej dezynfekcji rąk metodą wcierania środka dezynfekcyjnego zgodnie z normą PN-EN 1500. Z kolei technika mycia i dezynfekcji rąk opracowana przez G.A.J. Ayliffa obowiązuje wszystkich pracowników medycznych [47].
Nie należy jednocześnie myć i dezynfekować rąk. Dezynfekcja rąk z zastosowaniem preparatów alkoholowych poprzedzona każdorazowo myciem rąk zwiększa ryzyko podrażnień skóry, a niedokładne osuszenie rąk przed dezynfekcją może zmniejszyć skuteczność działania środka antyseptycznego [50, 51]. Wytyczne WHO dotyczące higieny rąk [49, 52]:
• mycie rąk – wskazania:
– gdy ręce są widocznie zabrudzone,
– jeśli u chorego rozpoznano zakażenie o etiologii Clostridium difficile, ponieważ środek alkoholowy nie jest skuteczny wobec przetrwalników (spor);
• dezynfekcja rąk – wskazania:
– przed kontaktem z pacjentem,
– przed czystą/aseptyczną procedurą (m.in. zmiana opatrunku na ranie pooperacyjnej),
– po ekspozycji na płyny ustrojowe/materiał zakaźny,
– po kontakcie z pacjentem,
– po kontakcie z otoczeniem pacjenta. Światowa Organizacja Zdrowia, podejmując Światową Inicjatywę na rzecz Bezpieczeństwa Pacjenta (WHO Guidelines on Hand Hygiene in Health Care. First Global Patient Safety Challenge “Clean Care is Safer Care”) [48] podkreśliła, że higiena rąk stanowi podstawowy wykładnik bezpiecznej opieki nad chorym.

Implikacje praktyczne


1. Stanowisko higienicznego mycia rąk jest wyposażone w dozownik bezdotykowy (łokciowy lub na fotokomórkę) do mydła oraz środka dezynfekcyjnego, podajnik do ręczników papierowych oraz pojemnik na zużyte ręczniki.
2. Bezdotykowa armatura umywalkowa w gabinecie zabiegowym.
3. Ręce personelu właściwie przygotowane do pracy – krótkie, naturalne paznokcie, bez lakieru, dłonie bez biżuterii, krótki rękaw ubrania, skóra bez podrażnień, skaleczeń itp.
4. Środek dezynfekcyjny do rąk dostępny w każdym punkcie opieki (gabinet, sala chorych, wózek zabiegowy itp.).
5. Preparat do mycia i dezynfekcji rąk powinien uzyskać akceptację personelu.
6. W celu zmniejszenia ryzyka podrażnień skóry związanych z częstą dekontaminacją rąk personel powinien regularnie stosować preparaty pielęgnacyjne do skóry.

Zalecenie 12.
Zaleca się, aby higieniczne mycie lub dezynfekcję rąk przeprowadzać w tzw. punkcie opieki, czyli miejscu wykonywania procedury lub sprawowania opieki nad chorym.

Uzasadnienie

W opiece nad chorym z raną pooperacyjną należy uwzględnić kilka aspektów higieny rąk zalecanych przez WHO oraz CDC [18, 47, 48, 53]. Eksperci wskazują na znaczenie pięciu kroków higieny rąk w placówkach opieki medycznej. Wynika z nich, że nie wystarczy umyć ręce przed wykonaniem i po wykonaniu zabiegu, np. zmianie opatrunku, ale należy przestrzegać wszystkich kluczowych momentów zachowania higieny rąk [48]. Higieniczne mycie i dezynfekcję rąk należy przeprowadzać w tzw. punkcie opieki, czyli miejscu wykonywania procedury lub sprawowania opieki nad chorym, niezwłocznie po jej zakończeniu [47, 48, 53]. Nie należy lekceważyć żadnego z wymienionych momentów ani odkładać wykonania czynności na później, nawet po kontakcie z pozornie „niegroźnym” i niezanieczyszczonym materiałem, jak pościel, piżama, meble czy wyposażenie sali chorego [48]. Wykazano, że szpitalne szczepy patogenów są obecne nie tylko w zakażonych i sączących się ranach, ale często kolonizują również obszary zdrowej, nienaruszonej skóry chorego. W wyniku naturalnego złuszczania się naskórka zawierającego żywe drobnoustroje dochodzi do zanieczyszczenia wszystkich przedmiotów w bezpośrednim otoczeniu chorego. Ręce, a także rękawice personelu medycznego mogą być skażone, m.in. pałeczkami Gram-ujemnymi, bakteriami Gram-dodatnimi, np. Staphylococcus aureus, enterokokami lub bakteriami Clostridium difficile, nawet gdy wykonuje się „czyste procedury” lub tylko dotyka skóry osób hospitalizowanych [48, 54].

Implikacje praktyczne

Zaleca się wykonanie dezynfekcji rąk tuż przy chorym, w punkcie opieki, tj. w odległości nie większej niż 1,5 m. Czas przeżycia drobnoustrojów na rękach personelu po kontakcie z pacjentem waha się od 2 do 60 min. Brak dezynfekcji po wykonanym zabiegu i/lub między pacjentami spowoduje przeniesienie drobnoustrojów. Ułatwieniem mogą być przenośne pojemniki ze środkiem do dezynfekcji rąk.

Zalecenie 13.
Standardową procedurę higienicznego mycia rąk należy przeprowadzić zgodnie z normą PN-EN 1499, natomiast standardową procedurę higienicznej dezynfekcji rąk metodą wcierania środka dezynfekcyjnego w oparciu o normę PN-EN 1500.

Uzasadnienie

Warunki efektywnej higieny rąk, potwierdzone wynikami badań naukowych, ujęto w rekomendacjach CDC oraz WHO (załącznik nr 4) [47, 48]. W celu poprawy jakości opieki i bezpieczeństwa pacjentów zachęca się wszystkich pracowników sektora medycznego do wdrażania programu opracowanego przez WHO [48], konsekwentnego przestrzegania zaleceń, sprawowania stałej kontroli i nadzoru nad skutecznością higieny rąk, a także systematycznych szkoleń tematycznych, zarówno na szczeblu medycznym, jak i ogólnospołecznym. Warto również przypomnieć, że od 10 lat na świecie obchodzony jest Światowy Dzień Mycia Rąk, ustanowiony 15 października przez UNICEF, jako ogólnoświatowa, społeczna akcja edukacyjna.

Implikacje praktyczne

Rekomendacja WHO dla programu higieny rąk jest gwarancją i wsparciem procesu wdrożeniowego we wszystkich placówkach opieki medycznej.

Zalecenie 14.
Obserwacja chorego ukierunkowana na wczesną identyfikację zakażeń miejsca operowanego powinna obejmować cały okres hospitalizacji.

Uzasadnienie

Elementem działań strategicznych mającym na celu zmniejszenie ryzyka występowania ZMO jest nadzór nad zakażeniami oraz ich rejestracja. Prowadzenie nadzoru pozwala na otrzymanie faktycznych informacji dotyczących częstości występowania ZMO, dominujących czynników etiologicznych, prowadzenie kontroli stanu epidemiologicznego szpitala i jego oddziałów [55]. Wykazano, że wraz z czasem trwania aktywnego nadzoru obserwuje się tendencję spadkową wskaźników ZMO. W praktyce najbardziej efektywny, charakteryzujący się czułością nawet do 95%, jest System Nadzoru Czynnego, opracowany i po raz pierwszy wdrożony przez Polskie Towarzystwo Zakażeń Szpitalnych w 2001 r. Obecnie polega on m.in. na bieżącym wykrywaniu, kwalifikacji i rejestracji zakażeń szpitalnych, prowadzonym np. przez pielęgniarkę epidemiologiczną. Zebrane dane są okresowo analizowane przez Zespół ds. Kontroli Zakażeń [3, 55, 56]. Obejmują one m.in. systematyczny przegląd dokumentacji medycznej (karty gorączkowe, karty zleceń lekarskich, wyniki badań mikrobiologicznych). Istotnym elementem nadzoru jest codzienna kontrola i bezpośrednia obserwacja rany. Szczególnie istotne są te najbardziej subtelne objawy, pojawiające się na etapie kolonizacji krytycznej, poprzedzającej pełnoobjawową infekcję. Kolonizacja krytyczna definiowana jest przez Zespół Ekspertów PTLR jako stan związany z namnażaniem się znacznej liczby bakterii, opóźniających gojenie rany, czasem związany z odczuwaniem nasilonego bólu, ale jeszcze bez silnej aktywacji immunologicznej organizmu [34]. Wychwycenie pierwszych objawów zakażenia wymaga prowadzenia przez pielęgniarkę wnikliwej obserwacji dynamiki procesu gojenia. Zakażenie miejsca operowanego zwykle objawia się miejscowym zaczerwienieniem, narastaniem bólu, obrzękiem, okolicznym uciepleniem tkanek oraz obecnością ropnej wydzieliny [18, 34, 55, 57]. U niektórych chorych objawy miejscowe są bardzo skąpe, natomiast szybko narastają ogólne objawy zakażenia, np. wzrost parametrów zapalnych, gorączka, stan septyczny [58]. U chorych z obniżoną odpornością immunologiczną, w tym z cukrzycą, u osób otyłych i starszych pielęgniarka może się spodziewać nietypowego przebiegu klinicznego i słabo nasilonych objawów zakażenia ZMO [34, 57].

Implikacje praktyczne

Pielęgniarki opatrunkowa i opiekująca się chorym są odpowiedzialne za codzienną kontrolę chorego z raną pooperacyjną, dokumentowanie wyników obserwacji i pomiarów. Wczesne wykrycie zakażenia miejscowego pozwala na wdrożenie szybkiego leczenia.

Zalecenie 15.
Edukacja chorego w zakresie samoopieki i samoobserwacji i ciągłość opieki w zakresie identyfikacji zakażenia miejsca operowanego powinna być zapewniona również po zakończeniu hospitalizacji.

Uzasadnienie

Podwyższenie temperatury ciała lub gorączka związane z ZMO najczęściej występują dopiero ok. 3.–4. doby po zabiegu chirurgicznym lub później [34, 55, 57]. Dotyczy to również innych objawów zakażeń głębokich i narządowych, a także związanych z zastosowaniem implantu. Centers for Disease Control and Prevention przewiduje dla tych typów ran 30-dniowy, a w niektórych przypadkach nawet 90-dniowy okres rejestracji, co wymaga nadzoru również po zakończeniu hospitalizacji. Z badań wynika, że powypisowy nadzór identyfikuje znacząco więcej przypadków ZMO niż prowadzony w trakcie hospitalizacji, ze stosunkiem wskaźnika ZMO – 2,61% vs 6,34% [55]. W celu utrzymania ciągłości opieki po wypisie chory powinien otrzymać informację o zasadach opieki ambulatoryjnej oraz postępowaniu w przypadku wystąpienia niepokojących objawów ze strony rany. Edukując chorego w zakresie samoobserwacji pohospitalizacyjnej, należy uwzględnić indywidualne aspekty ZMO, zależne od specyfiki i rodzaju zabiegu, np. ryzyko ewentracji po rozległych zabiegach brzusznych, objawy zakażenia protezy naczyniowej lub stentgraftu, późne zapalenie kieszonki stymulatora serca czy objawy zapalenia wsierdzia po operacji kardiochirurgicznej [18, 58]. Przed wypisem każdy chory powinien otrzymać od pielęgniarki zrozumiałe informacje (również instruktaż w formie pisemnej) dotyczące postępowania z raną w domu [58].
Szczególnie ważne jest uwzględnienie aspektów higienicznych i konieczności przestrzegania przez chorego zasad podczas samodzielnej zmiany opatrunku, które obejmują:
• dokładne umycie rąk ciepłą wodą z mydłem, przed zmianą i po zmianie opatrunku,
• przygotowanie sprzętu i materiałów opatrunkowych zgodnie z zaleceniami (ważne jest wcześniejsze zdezynfekowanie i osuszenie nożyczek, jeśli będą potrzebne),
• używanie rękawic ochronnych podczas samodzielnej zmiany opatrunku,
• niezwłoczne wyrzucenie odpadów skażonych, tj. opatrunku zdjętego z rany, gazików użytych do oczyszczenia rany, zużytych rękawic, do osobnego worka, ich zabezpieczenie (np. poprzez związanie worka) i umieszczenie w śmietniku,
• oczyszczenie rany jałowym gazikiem zwilżonym w jałowym 0,9-procentowym roztworze NaCl, a następnie przykrycie powierzchni suchym kompresem gazowym (unikając dotykania strony kontaktowej) i umocowanie do skóry, np. przylepcem (w przypadku stosowania opatrunków specjalistycznych instruktaż należy dostosować do wymagań opatrunku),
• użycie środka antyseptycznego lub gazików antyseptycznych tylko w przypadku powikłań gojenia,
• niestosowanie na ranę żadnych preparatów leczniczych, np. w postaci maści, kremów, antybiotyków,
• zmianę opatrunku codziennie lub częściej w przypadku zabrudzenia, zmoczenia lub odklejenia (dotyczy kompresów gazowych) do czasu ustalonego w wypisie; w przypadku ran gojących się pierwotnie zwykle przez 2 dni po zabiegu, chyba że rana znajduje się w miejscu drażnionym przez odzież, poddawanym ekspozycji na działanie promieni słonecznych lub jej wczesne odkrycie sprawia choremu dyskomfort (wówczas czas utrzymania opatrunku należy ustalić indywidualnie),
• obserwację rany i jej okolic pod kątem miejscowych objawów zakażenia, kontrolę temperatury ciała i samopoczucia oraz zgłoszenie się do poradni w przypadku wystąpienia niepokojących objawów.

Implikacje praktyczne

Pielęgniarka jest odpowiedzialna za przeprowadzenie edukacji chorego i/lub jego rodziny w zakresie postępowania z raną pooperacyjną w warunkach domowych i sytuacji wymagających konsultacji z chirurgiem. Przed wypisem ze szpitala pielęgniarka dokonuje oceny przygotowania chorego do samoopieki i samokontroli oraz przekazuje choremu materiały edukacyjne w formie pisemnej.

Piśmiennictwo

1. Cwajda-Białasik J, Szewczyk MT, Mościcka P i wsp. Znaczenie edukacji i opieki pielęgniarskiej w profilaktyce długoterminowej zakażenia miejsca operowanego. Część 1. Rola pielęgniarki podstawowej opieki zdrowotnej i pielęgniarki chirurgicznej w przygotowaniu chorego do planowego zabiegu operacyjnego. Forum Zakażeń 2014; 5: 217-223.
2. Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML, et al. Guideline for Prevention of Surgical Site Infection, 1999. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Hospital Infection Control Practices Advisory Committee. Am J Infect Control 1999; 27: 97-132.
3. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 27 maja 2010 r. w sprawie kwalifikacji członków zespołu kontroli zakażeń szpitalnych (Dz. U. Nr 108 poz. 706).
4. Łabuńska A, Cierzniakowska K, Szewczyk MT. Okołooperacyjna opieka pielęgniarska w chirurgii naczyniowej. W: Pielęgniarstwo angiologiczne. Szewczyk MT, Jawień A (red.). Termedia, Poznań 2010; 35-53.
5. Ciuruś M. Higiena rąk obowiązkiem personelu mającego kontakt z pacjentami. Forum Zakażeń 2013; 4: 199-205.
6. Montewka M, Skrzek A, Plewik D i wsp. Zakażenia miejsca operowanego – charakterystyka czynników ryzyka, endogennych źródeł zakażenia i metody zapobiegania. Post Mikrobiol 2012; 51: 227-235.
7. Harzowska J, Kózka M. Czynniki wpływające na występowanie hipotermii w okresie pooperacyjnym. Piel Chir Angiol 2011; 2: 47-53.
8. Torrosian A. Thermal management during anesthesia and thermoregulation standards for the prevention of inadvertent perioperative hypothermia. Best Practice Res Clin Anesthesiol 2008; 22: 659-668.
9. Czaja E. Hipotermia. W: Diagnozy i interwencje pielęgniarskie. Kózka M, Płaszewska-Żywko L (red.). Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2008.
10. Surgical Site Infection: Prevention and Treatment of Surgical Site Infection. NICE guidelines [CG74], October 2008. NICE (online) 2008. Dostępne na: http;//www.nice.org.uk/Guidance/CG74.
11. American Diabetes Association standards of medical care in diabetes: 2008. Diabetes Care 2008; 31 (Suppl 1): S12-S54.
12. Zalecenia kliniczne dotyczące postępowania u chorych na cukrzycę, 2014. Stanowisko Polskiego Towarzystwa Diabetologicznego. Diabetologia Kliniczna 2014; 3 (supl. A). Dostępne na: http://www.dk.viamedica.pl.
13. Furnary AP, Wu Y, Bookin SO. Effect of hyperglycemia and continuous intravenous insulin infusions on outcomes of cardiac surgical procedures: the Portland Diabetic Project. Endocr Pract 2004; 10 (Suppl. 2): 21-33.
14. Alexander JW, Solomkin JS, Edwards MJ. Updated recommendations for control of surgical site infections. Ann Surg 2011; 253: 1082-1093.
15. Toon CD, Ramamoorthy R, Davidson BR, Gurusamy KS. Early versus delayed dressing removal after primary closure of clean and clean-contaminated surgical wounds. Cochrane Database Syst Rev 2013; 9: CD010259.
16. Toon CD, Sinha S, Davidson BR, Gurusamy KS. Early versus delayed post-operative bathing or showering to prevent wound complications. Cochrane Database Syst Rev 2013; 10: CD010075.
17. Dayton P, Feilmeier M, Sedberry S. Does postoperative showering or bathing of a surgical site increase the incidence of infection? A systematic review of the literature. J Foot Ankle Surg 2013; 52: 612-614.
18. Surgical Site Infection (SSI) Event. Centers for Diesease Control and Prevention (online) 2014. Dostępne na: http://www.cdc.gov/nhsn/PDFs/pscmanual/9pscssicurrent.pdf.
19. Akagi I, Furukawa K, Miyashita M, et al. Surgical wound management made easier and more cost-effective. Oncol Lett 2012; 4: 97-100.
20. Gregorowicz-Warpas D, Pałubicka A, Wolski A i wsp. Czyste powietrze w salach operacyjnych. Materiały szkoleniowe dla pielęgniarek epidemiologicznych. Zeszyt IV. Wrocław 2005.
21. Dzierżanowska D. Patogeny bakteryjne zakażeń szpitalnych. W: Zakażenie szpitalne. Dzierżanowska D (red.). &-medica Press, Bielsko-Biała 2008; 90: 297-339.
22. Podstawy pielęgniarstwa epidemiologicznego. Fleischer M, Bober-Gheek B (red.). CKPPiP, Warszawa 2002; 299-428. 23. Klemens M, Edwards J, Richards Ch, et al. Estimating health care – associated infections and deaths In U.S. hospitals, 2002. Public Health Rep 2007; 122: 160-166.
24. Sierocka A, Cianciara M. Monitorowanie zakażeń szpitalnych. Problemy Hig Epidemiol 2010; 91: 323-328.
25. Dumville JC, Walter CJ, Sharp CA, Page T. Dressings for the prevention of surgical site infection. Cochrane Database Syst Rev 2011; (7): CD003091.
26. Walter CJ, Dumville JC, Sharp CA, Page T. Systematic review and meta-analysis of wound dressings in the prevention of surgical-site infections in surgical wounds healing by primary intention. Br J Surg 2012; 99: 1185-1194.
27. Arroyo AA, Casanova LP, Soriano VJ, et al. Open-label clinical trial comparing the clinical and economic effectiveness of using a polyurethane film surgical dressing with gauze surgical dressings in the care of postoperative surgical wounds. Int Wound J 2013. Dostępne na: http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/iwj.12099/pdf.
28. Clark JV, Deakin AH, Dillon JM, et al. A prospective clinical audit of a new dressing design for lower limb arthroplasty wounds. J Wound Care 2009; 18: 5-11.
29. Emmerson S, Dillon J, Clarke J, Kinninmonth A. The jubilee method: a modern dressing desing which reduces complication following total ship and knee arthroplasty. Glasgow 2-4 May 2007. Ewidence, Consensus and Driving the Agenda forward. EWMA 2007.
30. Burke NG, Green C, McHugh G, et al. A prospective randomised study comparing the jubilee dressing method to a standard adhesive dressing for total hip and knee replacements. J Tissue Viability 2012; 21: 84-87.
31. Rowley S, Clare S. ANTT: a standard approach to aseptic technique. Nurs Times 2011; 107: 12-14.
32. Centres for Disease Control and Prevention – Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-Related Infecvtions, 2011.
33. Zestaw podstawowych wymogów pielęgnacji wkłucia centralnego i obwodowego. Bundle of care. Materiały szkoleniowe dla pielęgniarek epidemiologicznych. Katowice 2012.
34. Jawień A, Bartoszewicz M, Przondo-Mordarska A i wsp. Wytyczne postępowania miejscowego i ogólnego w ranach objętych procesem infekcji. Leczenie Ran 2012; 9: 59-75.
35. Dissemond J, Assadian O, Gerber V. Classification of wounds at risk and their antimicrobial treatment with polihexanide: a practice-oriented expert recommendation. Skin Pharmacol Physiol 2011; 24: 245-255.
36. Patel S. Investigating wound infection. Wound Essentials 2010; 5: 40-47.
37. Hryniewicz W, Kulig J, Ozorowski T i wsp. Stosowanie antybiotyków w wybranych zakażeniach skóry i tkanek miękkich. Narodowy Instytut Leków. Narodowy Program Ochrony Antybiotyków, Warszawa 2012.
38. Harding K, Carville K, Cuddigan J, et al. (Expert Working Group). World Union of Wound Healing Societies (WUWHS). Principles of best practice: wound infection in clinical practice. An international consensus. MEP Ltd, London 2008.
39. Bowler PG, Duerden BI, Armstrong DG. Wound microbiology and associated approaches to wound management. ClinMicrobiol Rev 2001; 14: 244-269.
40. Hryniewicz W, Kulig J, Ozorowski T i wsp. Stosowanie antybiotyków w profilaktyce okołooperacyjnej. Narodowy Program Ochrony Antybiotyków, Warszawa 2011.
41. Davis SC, Ricoti C, Cazzaniga A, et al. Microscopic and physiologic evidence for biofilm-associated wound colonization in vivo. Wound Rep Reg 2008; 16: 23-29.
42. Kaftandzieva A, Cekovska Z, Kaftandziev I, et al. Bacteriology of wound – clinical utility of Gram stain microscopy and the correlation with culture. Maced J Med Sci 2012; 5: 72-77.
43. Uppal SK, Ram S, Kwatra B, et al. Comparative evaluation of surface swab and quantitative full thickness wound biopsy culture in burn patients. Burns 2007; 33: 460-463.
44. Vural MK, Altoparlak U, Celebi D, et al. Comparison of surface swab and quantitative biopsy cultures dependent on isolated microorganisms from burn wounds. Eurasian J Med 2013; 45: 34-38.
45. Feilmeier M, Dayton P, Sedberry S, et al. Incidence of surgical site infection in the foot and ankle with early exposure and showering of surgical sites: a prospective observation. J Foot Ankle Surg 2014; 53: 173-175.
46. Wukich DK, McMillen RL, Lowery NJ, Frykberg RG. Surgical site infections after foot and ankle surgery: a comparison of patients with and without diabetes. Diabetes Care 2011; 34: 2211-2213.
47. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings. Recommendations of the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. Centers for Disease Control and Prevention. MMWR 2002; 51(RR-16): 1-45; (online). Dostępne na: http://www.cdc.gov/mmwr/PDF/rr/rr5116.pdf.
48. WHO Guidelines on Hand Hygiene in Health Care. First Global Patient Safety Challenge Clean Care is Safer Care. World Health Organization 2009 (online). Dostępne na: http://whqlibdoc.who.int/publications/2009/9789241597906_eng.pdf.
49. Laupland K, Bagshaw S, Gregson D, et al. Intensive care unit- acquired urinary tract infections in a regional critical care system. Critical Care 2005; 9: R60-R65.
50. Alvarez-Lerma F, Gracia-Arnillas MP, Palomar M, et al. Grupo de Investigadores del Estudio Nacional de Vigilancia de Infección Nosocomial en UCI. Urethral catheter-related urinary infection in critical patients admitted to the ICU. Descriptive dataof the ENVIN-UCI study. Med Intensiva 2013; 37: 75-82.
51. Gandhi T, Flanders S, Markovitz E, et al. Importance of urinary tract infection to antibiotic use among hospitalized patients. Infect Control Hosp Epidemiol 2009; 30: 193-195.
52. Rosenthal V, Maki D, Salomao R, et al. Device – associated nosocomial infections In 55 intensive care units of 8 developing countries. Ann Intern Med 2006; 145: 582-586.
53. Ciuruś M. Przygotowanie pacjenta do zabiegu jako proces redukcji ryzyka zakażenia miejsca operowanego. Forum Zakażeń 2014; 5: 171-176.
54. Jumaa PA. Hand hygiene: simple and complex. Int J Infect Dis 2005; 9: 3-14.
55. Szczypta A, Bulanda M. Nadzór nad zakażeniami miejsca operowanego. Forum Zakażeń 2012; 3: 187-194.
56. Ustawa z dnia 5 grudnia 2008 r. o zapobieganiu oraz zwalczaniu zakażeń i chorób zakaźnych u ludzi (Dz. U. z 2008 r. Nr 234 poz. 1570).
57. Gospodarek E, Szopiński J, Mikucka A. Zakażenie miejsca operowanego – postaci kliniczne, czynniki ryzyka, profilaktyka, etiologia, diagnostyka. Forum Zakażeń 2013; 5: 275-282.
58. Karwacka M, Mączyńska AT, Świerczyńska B. Przygotowanie pacjenta do zabiegu operacyjnego jako profilaktyka zakażeń miejsca operowanego. Forum Zakażeń 2013; 4: 73-76.
59. O’Grady NP, Alexander M, Burns LA, et al. Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC) (Appendix 1). Summary of recommendations: Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-related Infections. Clin Infect Dis 2011; 52: 1087-1099.
60. Bartoszewicz M, Junka A, Smutnicka D i wsp. Mikrobiologiczny aspekt skali oceny rany zagrożonej ryzykiem infekcji W.A.R. Forum Zakażeń 2011; 2: 85-88.
61. Longrois D, Hoeft A, De Hert S. 2014 European Society of Cardiology/European Society of Anaesthesiology guidelines on non-cardiac surgery: cardiovascular assessment and management: A short explanatory statement from the European Society of Anaesthesiology members who participated in the European Task Force. European Journal of Anaesthesiology 2014; 31: 517-573.
62. Fernandez R, Griffiths R, Ussia C. Effectiveness of solutions, techniques and pressure in wound cleansing. International Journal of Evidence-Based Healthcare 2004; 2: 231-270.
Copyright: © 2015 Termedia Sp. z o. o. This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International (CC BY-NC-SA 4.0) License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/), allowing third parties to copy and redistribute the material in any medium or format and to remix, transform, and build upon the material, provided the original work is properly cited and states its license.
© 2020 Termedia Sp. z o.o. All rights reserved.
Developed by Bentus.
PayU - płatności internetowe